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Animales con presiones de mordida muy elevadas

Animales con presiones de mordida muy elevadas


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Cuando los medios, como este sitio, quieren explicar cuán peligrosos son los animales grandes, a menudo citan las fuerzas de mordida como libras por pulgada cuadrada (psi).

Sin embargo, parece que mezclaron las unidades, ya que los números que dan son la fuerza total en libras.

Pero, ¿qué animales tienen la fuerza de mordida más fuerte? por unidad de área? Aquí no hay una ley de escala obvia: escala un animal dos veces y las secciones transversales de los músculos y los dientes y las mandíbulas se cuadriplican. Esto pone a las pequeñas mandíbulas de insectos en igualdad de condiciones con nuestras bestias más grandes.

En cambio, la presión de la mordida dependerá del nicho, así como de los detalles de la anatomía del animal (como la mecánica de las mandíbulas). Puede resultar algo difícil definir el área de contacto dada la compleja forma de los dientes y las piezas bucales en general; tal vez se podría medir el área dentada en un material duro que el animal muerde.

Dado que nuestro biomaterial más fuerte encontrado hasta ahora son dientes microscópicos y que los materiales microscópicos tienden a ser más fuertes que los materiales a granel, parece probable que sea un animal pequeño. ¿Hay datos que respalden esto?


Animales con presiones de mordida muy elevadas - Biología

General
El ratón de laboratorio, Mus musculus, pertenece al orden Rodentia y a la familia Muridae. El ratón es probablemente el mamífero más caracterizado genética y biológicamente del mundo. Los ratones se utilizaron por primera vez para el estudio de la respiración en el siglo XVII. Más tarde, en los siglos XIX y XX, se criaron por el color de su pelaje y, posteriormente, se caracterizaron genéticamente. La mayoría de las cepas de laboratorio comunes se desarrollaron a principios del siglo XX.

El ratón tiene pelo corto, cola larga y desnuda, orejas redondeadas y erectas, ojos saltones, hocico puntiagudo y cinco dedos en cada pie. Los ratones vienen en una variedad de colores. Inserte la imagen de un mouse, obtenga esos geniales.

Los ratones tienen un par de incisivos y tres pares de molares superiores e inferiores. Los molares tienen raíces permanentes mientras que los incisivos tienen una raíz abierta y crecen continuamente. Debido a este crecimiento continuo de los incisivos, los ratones pueden tener problemas con los dientes demasiado crecidos cuando los incisivos superiores e inferiores no se unen correctamente (maloclusión). La maloclusión puede ser hereditaria o seguir a un traumatismo, una enfermedad o una dieta inadecuada y / o alimentos blandos. No existe una cura permanente para los dientes demasiado crecidos, el único tratamiento es recortar los dientes cada 2-3 semanas, si persiste la maloclusión. Insertar imágenes.

Los ratones tienen una gran glándula de Harderian en forma de herradura en lo profundo de la órbita. Las secreciones de la glándula contienen cantidades variables de pigmento de porfirina marrón rojizo según el estado fisiológico, la edad, la cepa y el sexo del ratón. La cantidad de secreciones aumenta durante el estrés y aparece como "costras rojas" alrededor de los ojos y las fosas nasales.

Valores normativos para ratones

Machos 20-30 g, hembras 18-35g

Comportamiento
Los ratones son animales comunes, que viven en una sociedad muy jerárquica. Dentro de estos grupos defenderán agresivamente sus territorios. Las mamás con recién nacidos también defenderán agresivamente a sus cachorros y territorios. Los ratones son animales nocturnos pero se adaptan a su entorno. Aunque los ratones son tímidos, pueden morder. La mayor parte del comportamiento del ratón se basa en feromonas.

Peluqueria
Los ratones son animales comunales con un sistema social jerárquico. Este sistema jerárquico crea una situación en la que los animales dominantes a menudo barbero (muerden el pelo) a los de menor rango. Este comportamiento es especialmente evidente entre las hembras y es más común en algunas cepas que en otras. A los animales subordinados se les puede quitar el pelo de los bigotes, el tronco o los flancos. Hay algunas sugerencias de que puede ser un comportamiento cooperativo y / o aprendido. Parece no tener secuelas para la salud de los ratones. La separación del ratón dominante a menudo conduce al surgimiento de otro ratón dominante. Es importante diferenciar la peluquería de otras causas de pérdida de cabello o problemas cutáneos, p. Ej. ácaros, hongos o bacterias por un veterinario.

Reproducción
Los ratones tienen dos cervicales y cuerpos uterinos distintos. Hay aberturas uretrales y vaginales separadas. Hay una membrana de cierre vaginal que se pierde en la pubertad. El canal inguinal permanece permeable durante toda la vida. Los ratones tienen un orificio del pene o un orificio del clítorid asociado con los genitales externos.

Los ratones tienen un ciclo estral de 4-5 días, dividido en fases características: proestro, estro y metestro. La etapa del ciclo estral se puede determinar mediante citología vaginal. La ovulación ocurre al final del metestro. El apareamiento conduce a la formación de un tapón vaginal. Los tapones persisten de 16 a 24 horas y pueden durar hasta 48 horas. El embarazo dura de 19 a 21 días. Las hembras construirán un nido antes del parto si se les brinda la oportunidad. El nacimiento generalmente ocurre por la noche con el nacimiento de 10-12 cachorros. El estiramiento y la extensión de las patas traseras suelen ser signos de impedimento para el parto. Los bebés nacen con la cabeza o la cola primero (nalgas). La hembra suele comerse la placenta. El parto dura de 1 a 4 horas, si el trabajo de parto persiste, llame a un veterinario (5-3713). Hay un estro posparto fértil. El anticuerpo materno se transfiere al feto en el útero y al recién nacido a través del calostro.

Las crías nacen con un desarrollo incompleto (altricius). Nacen sin pelo y sus ojos se abren después de 10-12 días. Las crías se destetan después de 21 días, momento en el que pesan entre 10 y 12 g. La pubertad se alcanza a las 4-6 semanas. El inicio de la reproducción es de 7 semanas y la vida de reproducción es de 7-9 meses. Puede ser preferible reemplazar a los criadores cuando tengan 6 meses de edad.

Los ratones generalmente se alimentan con una dieta baja en fibra (5%), proteínas (20%) y grasas (5-10%). El alimento puede ser granulado o en polvo. El pienso granulado se suministra como regular, de cría, certificado, irradiado o esterilizable en autoclave. Por lo general, los ratones se alimentan libremente y comen 4-5 g al día (12 g / 100 g de peso corporal / día). El agua es de libre elección y suelen beber de 3 a 5 ml al día (1,5 ml / 10 g de peso corporal / día). El agua se puede suministrar utilizando una botella o bebederos automáticos, y se puede tratar adicionalmente mediante ósmosis inversa, ozono, radiación ultravioleta, hipercloración o acidificación. Jaulas de imágenes, tipos de piensos, comederos, sistemas de riego.

Las habitaciones para ratones se mantienen generalmente a 30-70% de humedad relativa y una temperatura de 18-26ºC (64-79ºF) con al menos 10 cambios de aire en la habitación por hora. Los ratones se alojan en jaulas de caja de zapatos estándar con o sin tapas de filtro. Las tapas con filtro evitan la contaminación cruzada de los ratones, lo que limita la propagación de enfermedades y mantiene limpias las instalaciones. Las jaulas con tapas de filtro pueden tener una temperatura, humedad relativa, dióxido de carbono y amoníaco ligeramente más altas que el aire de la habitación. Las tapas con microaislador proporcionan un nivel de protección incluso más alto que las tapas con filtro tipo bonete, ya que sellan mejor. Las jaulas estáticas, como se describe anteriormente, generalmente se cambian una o dos veces por semana, según la densidad de la jaula y el estilo de la carcasa. En las jaulas ventiladas, el aire se introduce en la jaula hasta 60 cambios de aire por hora. Esto mantiene la jaula seca y reduce la acumulación de amoníaco y dióxido de carbono. En tales situaciones, las jaulas se cambian una vez cada 1-2 semanas. Las jaulas ventiladas pueden mantenerse positivas o negativas al aire ambiente, dependiendo del estudio que se realice.

Por lo general, a los ratones se les proporciona algún tipo de ropa de cama en las jaulas de la caja de zapatos. La ropa de cama puede ser de papel, virutas de madera, virutas de madera o mazorcas de maíz. En casos muy raros, los ratones se alojan en suelos de alambre.

Identificación
Los ratones siempre deben estar claramente identificados en las tarjetas de la jaula que indiquen el número de protocolo, la cepa, el sexo, la edad, el proveedor, el investigador y la persona de contacto. Los procedimientos realizados en el animal deben indicarse claramente. Los ratones individuales se pueden identificar usando punzones en las orejas, crotales, tatuajes, tintes de piel, marcas indelebles en la cola o microchips. Cuadro con numeración estándar de orejas.

Sexado
El sexo se determina utilizando la distancia anogenital. Los machos tienen una distancia anogenital mayor (1,5-2 veces) que las hembras, así como una papila genital más grande. En los varones recién nacidos, los testículos pueden ser visibles a través de la pared abdominal. En las hembras, alrededor de los 9 días de edad, se observan filas bilaterales llamativas de pezones. La ausencia de testículos no es un criterio útil para la determinación del sexo, ya que el testículo es retráctil al canal inguinal abierto durante toda la vida.

Los ratones deben aclimatarse a la manipulación (suavidad) para reducir el estrés. Siempre hable en voz baja, mueva las manos lentamente y manéjelas con frecuencia. Los ratones deben manipularse por la base de la cola con los dedos o con fórceps. Transfiera los ratones a una superficie firme y sujete la piel suelta entre las orejas con los dedos e índices mientras mantiene un agarre en la cola. No tire de la piel con demasiada fuerza, ya que los ratones pueden asfixiarse; una sujeción demasiado suelta permitirá que el ratón gire la cabeza y muerda. Esta sujeción le permite examinar la parte inferior del abdomen y realizar otros procedimientos. Hay una variedad de dispositivos de sujeción disponibles para ayudar a manipular los ratones.

Recogida de sangre
Un ratón adulto tiene un volumen de sangre circulante de aproximadamente 1,5-2,5 ml (6-8% del peso corporal), sin embargo, en animales mayores y obesos esto puede ser menor. Se puede tomar hasta un 10% del volumen de sangre circulante en una sola ocasión de un animal sano normal en un plano adecuado de nutrición con un efecto adverso mínimo. Siempre asegúrese de que el animal se haya recuperado de manera segura del procedimiento y administre líquidos isotónicos tibios. Este volumen puede repetirse después de 3-4 semanas. Para hemorragias repetidas a intervalos más cortos, se puede extraer un máximo del 1% del volumen de sangre circulante de un animal cada 24 horas.

La sangre se puede recolectar de varios sitios en el ratón, incluida la vena de la cola, la vena safena, el seno retroorbitario, los vasos braquiales, la vena cava o la punción cardíaca. Asegúrese siempre de que haya una hemostasia completa antes de devolver el ratón a su jaula de origen.

Cola
Puede ser necesario calentar la cola exponiéndola brevemente a una lámpara de calor o colocándola en un recipiente con agua tibia. El mouse debe estar inmovilizado en un dispositivo para la recolección. La sangre se puede recolectar de la vena de la cola (y la arteria) haciendo un corte en el terminal = 3 mm de la cola con un bisturí o unas tijeras afiladas. Acaricie la cola suavemente con el pulgar y el dedo para mejorar el flujo de sangre hacia el vial de recolección. Debido a la función termorreguladora de la cola, no se deben tomar más de los 3 mm distales a la vez. Al final de la recolección, aplique presión en el extremo cortado con un vendaje de gasa y asegúrese de que la sangre haya dejado de fluir por completo antes de devolver el ratón a la jaula. También se puede hacer una pequeña muesca en el costado de la cola a 0,5-2 cm de la base de la cola para recolectar sangre. Se puede utilizar una aguja de calibre fino introducida a través de la piel en un ángulo poco profundo para extraer sangre de la vena de la cola. Aplique un torniquete alrededor de la base de la cola para ayudar en la recolección. Se puede usar un catéter de mariposa con solo unos 5 mm de tubo unido (el resto cortado) se puede usar en lugar de una aguja y una jeringa.

Vena safena


Sujete y extienda la pata trasera aplicando una suave presión hacia abajo por encima de la articulación de la rodilla. Esto estira la piel facilitando el afeitado e inmoviliza la vena safena. Limpie el área afeitada con alcohol o gel lubricante estéril y use una aguja de calibre 25 para perforar la vena (la vena está resaltada por la línea oscura en la imagen de abajo). Si se hace correctamente, se forma una gota de sangre inmediatamente en el lugar de la punción y se puede recolectar en un tubo de microhematocrito. Una presión suave sobre el lugar de la punción o la relajación del agarre del inmovilizador suelen ser suficientes para detener el flujo sanguíneo. La costra en el lugar de la punción se puede frotar en una fecha posterior para permitir la extracción de sangre adicional.

Seno retrorbitario
El seno retrorbitario es un sistema de canales venosos dilatados en la parte posterior de la órbita. Se puede recolectar sangre de esta área en ratones anestesiados usando un tubo de microhematocrito. No debe haber movimiento de la cabeza durante el procedimiento. Presione hacia abajo con el pulgar y el índice justo detrás del ojo y tire hacia atrás de la piel para permitir que el globo ocular sobresalga. Coloque un tubo de microhematocrito a lo largo de la esquina interna del ojo (canto medial) al lado del globo ocular. Inserte el tubo suave pero firmemente a través de la conjuntiva hacia la parte posterior del ojo a lo largo de la órbita. Gire el tubo suavemente a medida que avanza. La sangre debe fluir libremente, si el tubo está correctamente insertado. Incline la cabeza ligeramente hacia abajo para mejorar el flujo. Después de recolectar la sangre, retire el tubo y aplique presión sobre los párpados cerrados para detener cualquier sangrado. Retire el exceso de sangre con una gasa. Las complicaciones incluyen daño al ojo y los tejidos circundantes.

Vasos braquiales
La sangre se puede recolectar del plexo braquial como un procedimiento terminal en ratones profundamente anestesiados. Haga un corte a través de la piel al costado del tórax en el ángulo de la extremidad anterior (axila) para exponer los vasos axilares. Separe los vasos y permita que la sangre se acumule en el bolsillo creado al cubrir la piel. Aspire la sangre arterial venosa mezclada en un recipiente apropiado.

Vena cava y aorta abdominal
La sangre se puede obtener de la vena cava posterior o de la aorta abdominal en un ratón profundamente anestesiado después de una laparotomía. Acérquese al vaso en un ángulo poco profundo con una aguja de calibre fino conectada a una jeringa pequeña. Este es un procedimiento terminal.

Punción cardiaca
Se puede obtener hasta 1 ml de sangre del corazón de un ratón profundamente anestesiado en un procedimiento terminal. El método más común es colocar el ratón boca arriba e insertar una aguja de calibre 25 a 30 unida a una jeringa de 1 ml justo detrás del cartílago xifoides y ligeramente a la izquierda del centro. La aguja debe introducirse a 10-30 grados desde el eje horizontal del esternón para ingresar al corazón. Alternativamente, acérquese al corazón lateralmente inmediatamente detrás del codo en el punto de latido cardíaco máximo.

Administración de sustancias

Los materiales que se van a administrar a los ratones se pueden administrar por vía oral, p. en agua o alimento o inyectado sistémicamente a través de una variedad de rutas. El consumo medio diario de alimento y agua para un ratón adulto de 25 g es de 3-5 gy 4 ml, respectivamente. Los siguientes volúmenes se pueden inyectar en ratones de forma segura (basado en 25 g de ratón): 2-3 ml por vía subcutánea, 0,05-0,1 ml por vía intramuscular (0,03 ml por sitio), 0,50 ml por vía intravenosa, 0,1-0,3 ml en el estómago y 2-3 ml por vía intraperitoneal. Las inyecciones intramusculares generalmente no se recomiendan en ratones debido a la pequeña masa muscular. Se debe usar una aguja de calibre fino para hacer inyecciones en el músculo anterior del muslo. Es una buena práctica utilizar una aguja nueva cada vez que se aplica una inyección.

Sonda
La sonda oral se realiza con una aguja de alimentación con punta esférica. Calcule la distancia a la que debe insertarse la aguja en el ratón (generalmente desde la nariz hasta la primera costilla) y márquela en la aguja. Sujete al ratón con la cabeza y el cuerpo extendidos lo más rectos posible para facilitar la introducción de la aguja de sonda. Introduzca la aguja en el espacio entre los incisivos y los molares izquierdos y diríjala suavemente caudalmente hacia la rama derecha de la mandíbula. El ratón generalmente traga cuando el tubo de alimentación se acerca a la faringe, lo que facilita la entrada al esófago. Si el animal lucha o parece tener dificultad respiratoria, retire el tubo y comience de nuevo. Una vez alcanzada la posición deseada, inyecte el material y retire la jeringa. Controle al animal después del procedimiento para asegurarse de que no haya efectos adversos.

Inyecciones subcutáneas
Las inyecciones subcutáneas generalmente se realizan en la piel suelta sobre el cuello o el costado con una aguja de calibre fino. Inserte la aguja de 5 a 10 mm a través de la piel antes de realizar la inyección. La falta de resistencia a la inyección indica que se encuentra en el lugar correcto. Compruebe si hay fugas, especialmente si se inyecta un volumen mayor.

Inyecciones intraperitoneales
Las inyecciones intraperitoneales generalmente se realizan en el cuadrante inferior derecho del abdomen. El ratón está inmovilizado con la cabeza inclinada más abajo que el cuerpo para evitar lesiones en los órganos internos. Después de limpiar el cuadrante inferior derecho con alcohol, se introduce lentamente una aguja de calibre fino a través de la piel, el tejido subcutáneo y la pared abdominal. Retire el émbolo de la jeringa para asegurarse de que no esté en la vejiga o los intestinos. Si no se retira nada, inyecte el material lentamente. Si ingresa accidentalmente a la vejiga o los intestinos, retire y deseche la aguja y la jeringa.

Inyecciones intravenosas
Las inyecciones intravenosas generalmente se realizan en la vena dorsal de la cola. Caliente la cola sumergiéndola en agua tibia o colocando al animal debajo de una lámpara de calor. La vena de la cola es más fácil de ver en ratones no pigmentados. Se debe utilizar una aguja de calibre fino para este procedimiento.

Signos de dolor en el ratón.

Alivio del dolor
Para una discusión detallada del alivio del dolor en ratones, consulte el módulo 2. Generalmente opioides, p. buprenorfina o agentes antiinflamatorios no esteroideos, p. ej. acetaminofeno, ketoprofeno, caprofeno, ibuprofeno se utilizan para aliviar el dolor. Los medicamentos se pueden administrar en agua, en gelatina, como gotas orales, por sonda o inyectados. Los medicamentos administrados en agua pueden descomponerse en agua, o pueden tomarse cantidades insuficientes debido a la escasa solubilidad en agua o problemas de palatabilidad.

Anestesia
En general, los anestésicos inhalados son más seguros que los inyectables. El halotano y el isoflurano son los más seguros de usar. El metoxiflurano ya no está disponible. El uso de éter en la Universidad Johns Hopkins está sujeto a restricciones debido a problemas de seguridad. La ketamina y la xilacina es una combinación anestésica inyectable común. Se puede usar pentobarbital sódico, pero tiene un margen de seguridad estrecho y está asociado con un período de recuperación prolongado. Para obtener detalles sobre las técnicas anestésicas, consulte el módulo de cirugía de roedores.

Eutanasia
La eutanasia en ratones se realiza con mayor frecuencia mediante asfixia con dióxido de carbono o sobredosis de un agente anestésico. El uso de la dislocación cervical o la decapitación en ausencia de anestesia profunda debe estar científicamente justificado. Todas las personas que practican la eutanasia deben estar debidamente capacitadas. Las personas también deben asegurarse de que los animales estén muertos antes de eliminar el cadáver. La exanguinación o la apertura de la cavidad torácica asegurará la muerte. Panel AVMA sobre informe de eutanasia

Las enfermedades de los ratones generalmente se tratan como un problema de salud de la manada (colonia) más que como un animal individual. El objetivo es prevenir la introducción de una enfermedad en una colonia en lugar de tratar a los animales después del brote de la enfermedad. La prevención de enfermedades se practica mediante la institución de un programa de vigilancia de enfermedades (centinela) basado en el diagnóstico serológico y microscópico de problemas en una muestra representativa de animales. Debido al movimiento generalizado de animales en todo el mundo con el advenimiento de la manipulación genética de animales, la posibilidad de introducir agentes patógenos en una colonia ha aumentado notablemente. El uso ampliado de animales genéticamente modificados e inmunodeprimidos agrava enormemente el problema. Además, la práctica de trasplantar material tumoral a ratones proporciona un portal donde estos agentes pueden introducirse en animales, especialmente si los tumores no se examinan para detectar agentes infecciosos adventicios. Algunas enfermedades importantes de los ratones se analizan a continuación para llamar la atención sobre la necesidad de cumplir con las prácticas recomendadas por el personal veterinario para evitar estas enfermedades.

Oxiuros
Los oxiuros (Syphacia y Aspicularis) habitan el intestino (ciego, recto, colon) y tienen un ciclo de vida directo. Los huevos son particularmente resistentes y sobreviven durante mucho tiempo en el medio ambiente. La enfermedad suele ser subclínica y se marca en los destetes y en los animales inmunodeprimidos. Los síntomas incluyen mala condición corporal, pelaje áspero, tasa de crecimiento reducida y prolapso rectal. La infección por oxiuros tiene un impacto negativo en los estudios gastrointestinales, de crecimiento, conductuales e inmunológicos.

Ácaros
Los ácaros afectan la piel de los ratones y hasta el 100% de los animales pueden verse afectados. Los animales afectados están desaliñados, pruriginosos (pican), tienen el pelo suelto y tienen heridas por arañazos, que pueden infectarse con bacterias. Hay cambios en las respuestas inmunitarias de los animales afectados.

Virus de la hepatitis del ratón
Esta es una enfermedad viral de los ratones que afecta a múltiples órganos. Los destetados son importantes para mantener la enfermedad en una colonia. Los brotes provocan muertes generalizadas en los recién nacidos y, en ocasiones, en los destetes, con o sin diarrea. El virus de la hepatitis del ratón causa una enfermedad debilitante y una alta mortalidad en animales inmunodeprimidos. Por lo general, el 100% de los animales están infectados. Esta enfermedad causa estragos en una colonia, con interrupciones en la investigación, especialmente en oncología, trasplantes, inmunología, gastroenterología, metabolismo y tecnología transgénica.

Ectromelia
Esta enfermedad viral es la peor pesadilla en una colonia de ratones. Ha habido brotes recientes en varias instalaciones en los Estados Unidos asociados con la inyección de sueros de ratón o material de cultivo de tejidos que contiene sueros de ratón en ratones. La enfermedad produce una muerte masiva en ratones adultos y la amputación de las extremidades (ectromelia) en los animales supervivientes. Aparecen lesiones de viruela (viruela del ratón) en la piel. Hay conjuntivitis, caída del cabello e inflamación del hígado, el bazo y los ganglios linfáticos. Ectromelia causa una alta mortalidad y generalmente se toman medidas drásticas, incluida la despoblación, para eliminar la enfermedad.

Pneumocystis
Esta es una enfermedad fúngica que afecta a una amplia gama de animales de laboratorio y humanos. Los organismos se localizan principalmente en los pulmones, pero también pueden afectar a otros órganos, incluidos los ojos, la piel, etc. Causa una neumonía crónica lentamente progresiva con pérdida de peso y, finalmente, la muerte en un gran número de animales inmunodeprimidos. La enfermedad tiene un impacto negativo severo en la investigación con animales inmunodeprimidos, función pulmonar e inmunología.


1. Kangal – 743 psi

En la foto de arriba, esta raza grande y poderosa se usa en Turquía para protegerse contra los depredadores de animales. Con la fuerza de mordida más fuerte de cualquier perro domesticado, lo hacen bien. Los perros de esta raza son amigables con su familia. Ellos son buenos con los niños.

Se espera que los perros sanos, los Kangal, vivan más de 15 años. Son excelentes perros guardianes.

Los kangals están alertas, territoriales y defensivos. Necesitarán entrenamiento social y entrenamiento de "líder de manada" para ser su perro de compañía todos los días. Si quieres este perro, debe ser el único animal de la casa.

2. Cane Corso – 700 psi

Este perro guardián se originó en Italia. Como la mayoría de las variaciones de "Mastiff", el Cane Corso era un perro de guerra. Los perros de esta raza tienen el pelo corto con un desprendimiento mínimo, lo que los hace fáciles de mantener.

También son muy resistentes y saludables. Inteligentes y ávidos, son fáciles de entrenar. La mayoría de estos perros son tranquilos y tranquilos.

Al igual que otros perros guardianes, a este perro generalmente no le gustan otros perros y gatos. Por lo general, les va bien con los niños en su hogar, pero necesitarán capacitación en socialización desde cachorros para estar seguros.

3. Dogo de Burdeos – 556 psi

El Dogo de Burdeos es el gigante babeante de la película Turner y Hooch. Son cariñosos con los miembros de su familia. Un poco perezosos, estos caninos no necesitan muchos ejercicios. A diferencia de otros mastines, este perro es genial con los niños y otros animales: un verdadero gigante gentil.

¿Mencioné la baba? ¿Mucho? Aunque son amigables con la familia, desconfían de los extraños. Necesitan una valla segura y formación en socialización. El Dogo realmente puede aumentar de peso, así que tenga cuidado con la dieta.

4. Mastín inglés – 552 psi

Otro gentil gigante, estos cachorros, es elogiado por quienes los poseen. Los mastines son cariñosos y les va muy bien en familias que tienen niños. Son excelentes guardianes y perros guardianes, pero solo si están entrenados para serlo. Enérgico y necesitando ejercicio diario, este perro es ideal para la familia activa o para el patio grande.

Todos los mastines son independientes y de voluntad fuerte. Necesitan un entrenador dedicado que esté dispuesto a dedicar tiempo para ser un "líder de manada". Al igual que otras razas, el mastín inglés puede volverse destructivo si se lo deja solo por mucho tiempo.

5. Dogo Canario – 540 psi

También conocido como Perro de Presa Canario, este es un antiguo perro de guerra que aún se sabe que es agresivo. Valientes y leales, los perros de esta raza son excelentes perros guardianes. Geniales para la familia activa, estos perros necesitan ejercicio, un patio grande y estimulación mental. Se dice que los cachorros de esta raza son amigables si se crían con niños y otros animales.

Esta raza necesita un entrenador experimentado. Para tener una relación exitosa con perros fuertes como este, el dueño necesita tener el tiempo y la experiencia para socializar y entrenar a este animal adecuadamente.

6. Dogo Argentino – 500 psi

Raza para ser un cazador de caza mayor, esta raza tiene grandes reflejos y gran estatura. Estos perros están limpios y mudan muy poco, lo que los hace fáciles de mantener. Activos y amigables, estos caninos son ideales para una familia numerosa. Necesitan pasar tiempo con su familia para ser lo mejor que pueden ser.

Un perro fuerte e independiente, este bebé peludo necesita un adiestrador fuerte y experimentado. El entrenamiento de socialización y obediencia debe comenzar a una edad temprana y mantenerse constante. Esta es otra raza que debe tener entrenamiento de líder de manada.


Introducción: la aparición de nocicepción y dolor.

La capacidad de detectar estímulos peligrosos y dañinos es adaptativa en términos de supervivencia y, por lo tanto, la evolución de un sistema de alerta temprana en animales parece intuitiva. De hecho, el sistema nociceptivo, que detecta estímulos nocivos, dañinos y que causan lesiones, como temperaturas extremas, alta presión mecánica y sustancias químicas irritantes, se ha identificado en invertebrados (p. Ej. Drosophila y Caenorhabditis elegans Tobin y Bargmann, 2004 Neely et al., 2010 Im y Galko, 2012) hasta los humanos (revisado en Sneddon et al., 2014). La nocicepción es la simple percepción de un evento nocivo y típicamente va acompañada de una respuesta refleja de abstinencia lejos de la fuente del daño. En los seres humanos, los "sentimientos" negativos de malestar o sufrimiento se experimentan junto con la lesión y esto se denomina dolor. El concepto de dolor que ocurre en animales ha sido ampliamente debatido, y algunos autores sugieren que solo los primates y los humanos pueden experimentar el componente afectivo adverso ya que poseen un neocórtex humano (o similar en los primates) (Rose, 2002 Rose et al., 2014). Oponiéndose a esta opinión, los científicos sugieren que la experiencia negativa que acompaña al daño tisular es crucial para alterar el comportamiento posterior de un animal para realizar reacciones de protección y vigilancia, lo que permite al animal evitar tales estímulos en el futuro y para que se produzca el aprendizaje de evitación (Sneddon et al. , 2014). Esto implica que el estado interno desagradable de experimentar dolor va de la mano con su percepción, ya que tiene que ser un estímulo aversivo tan fuerte para garantizar que los animales alteren el comportamiento futuro y aprendan del evento. Si este no fuera el caso, los animales continuarían dañándose a sí mismos repetidamente, resultando en enfermedades, pérdida de extremidades e incluso la mortalidad. Es poco probable que los animales que viven en entornos muy diferentes hayan desarrollado la misma maquinaria neuronal nociceptiva o de detección del dolor que los humanos. La evolución y la historia de vida ejercen presiones muy diversas sobre los diferentes grupos de animales, además de exponerlos a diferentes tipos de estímulos nociceptivos. Por ejemplo, los peces que viven en un mundo acuático pueden mantener la flotabilidad, por lo que es probable que el riesgo de colisión debido a la gravedad sea poco común en comparación con un vertebrado terrestre (Sneddon, 2004). Por lo tanto, la evolución, la ecología y la historia de la vida pueden haber moldeado los sistemas nociceptivos y de dolor en los animales acuáticos para satisfacer las demandas de su entorno de una manera bastante diferente a los animales terrestres (Broom, 2001 Rutherford, 2002).

Los estudios sobre el cerebro de las aves han desafiado los viejos dogmas sobre la evolución del cerebro y han demostrado que la teoría de la evolución lineal y progresiva, donde se creía que la corteza cerebral había evolucionado de vertebrados inferiores a superiores, con aves en una etapa intermedia, es incorrecta (ver Jarvis et al., 2005 para revisión). Se propuso que el cerebro aviar tenía una estructura relativamente simple y conductas primitivas controladas (Ariëns Kappers et al., 1936). La experimentación moderna demuestra que la corteza aviar se desarrolló a partir de regiones pálidas (o de tipo cortical), estriado y pálido de un antepasado común aviar / reptil. La región palial aviar está organizada diferencialmente en comparación con el palio o corteza de los mamíferos en el sentido de que la región aviar es nuclear y la corteza de los mamíferos está estratificada. Sin embargo, los palios de los dos grupos realizan funciones similares y tienen una conectividad comparable. Por tanto, las regiones corticales de las aves son diferentes de la corteza humana o de los mamíferos, pero han desarrollado funciones análogas. Por lo tanto, deberíamos esperar que otros taxones de vertebrados no mamíferos puedan tener estructuras cerebrales que difieran anatómicamente de la corteza de los mamíferos, pero que pueden haber evolucionado para realizar funciones similares. Este ejemplo demuestra cómo el estudio de grupos de animales dispares puede iluminarnos sobre la evolución del sistema nervioso. En esta revisión, la evidencia del dolor y la nocicepción en animales totalmente acuáticos se considerará discutiendo las diferencias con los grupos terrestres para determinar cómo el ambiente acuático puede haber dado lugar a diferencias anatómicas, neurobiológicas y funcionales. Desafortunadamente, hay datos insignificantes sobre mamíferos acuáticos y aves acuáticas, y muy pocos datos publicados sobre formas acuáticas de anfibios (ver Guenette et al., 2013) por lo tanto, esta revisión se enfocará en los grupos de animales acuáticos donde hay evidencia empírica significativa, específicamente peces, cefalópodos y crustáceos.

Las definiciones de dolor animal han propuesto que hay dos criterios clave que los animales deben cumplir para ser considerados capaces de experimentar dolor (Tabla 1 Sneddon et al., 2014). La primera es que las respuestas de todo el animal a un evento nocivo y potencialmente doloroso difieren de las respuestas a una estimulación inocua. Más específicamente, se sugiere que: los animales deben tener el aparato neural para percibir estímulos dañinos con nociceptores, a menudo terminaciones nerviosas libres que detectan específicamente estímulos dañinos la información se transmite al sistema nervioso central (SNC) desde la periferia el procesamiento central ocurre involucrando el cerebro las áreas que inervan el comportamiento motivacional y emocional y el aprendizaje se alteran las respuestas fisiológicas que pueden estar vinculadas a una respuesta al estrés Las alteraciones del comportamiento no son simples reflejos, con respuestas a largo plazo que incluyen comportamientos protectores y evitación como parte de la respuesta y, finalmente, todas estas reacciones deben reducirse mediante el uso de analgésicos o analgésicos (aunque tenga en cuenta que estos solo pueden ser efectivos en mamíferos y los compuestos específicos pueden no funcionar necesariamente en invertebrados con diferentes receptores, etc., por ejemplo, Barr y Elwood, 2011). La primera especie de invertebrados en la que se identificaron nociceptores fue la sanguijuela (Hirudo medicinalis), un anélido acuático que habita en agua dulce (Nicholls y Baylor, 1968). Estos nociceptores tienen propiedades similares a los nociceptores de mamíferos, incluida la respuesta a múltiples tipos de estímulos nocivos y dañinos, clasificándolos como polimodales (Pastor et al., 1996). Further studies have demonstrated that analgesic compounds and stimulation of adjacent touch receptors can reduce nociceptor activity (Higgins et al., 2013 Yuan and Burrell, 2013), the latter being comparable with gate control in mammals whereby touch modulates pain transmission (Melzack and Wall, 1965). Therefore, the physiological and molecular mechanisms may be highly conserved between aquatic invertebrates, vertebrates and terrestrial vertebrate groups (Sneddon et al., 2014).

The two key principles and detailed criteria for pain in animals


Resumen

La sangre se mueve principalmente a través del cuerpo por el movimiento rítmico del músculo liso en la pared del vaso y por la acción del músculo esquelético a medida que el cuerpo se mueve. Se evita que la sangre fluya hacia atrás en las venas mediante válvulas unidireccionales. Blood flow through the capillary beds is controlled by precapillary sphincters to increase and decrease flow depending on the body&rsquos needs and is directed by nerve and hormone signals. Los vasos linfáticos llevan el líquido que se ha filtrado de la sangre a los ganglios linfáticos, donde se limpia antes de regresar al corazón. Durante la sístole, la sangre ingresa a las arterias y las paredes de las arterias se estiran para acomodar la sangre adicional. Durante la diástole, las paredes arteriales vuelven a la normalidad. La presión arterial de la fase de sístole y la fase de diástole proporciona las dos lecturas de presión para la presión arterial.


Modeling the bite force of T. rex helps to explain important dietary clues about the animal.

Tyrannosaurus rex needs no introduction. It is the go-to dinosaur for all ages that has been popular since its description in 1905. Partly due to its popularity, scientists have researched and debated much of its life history. One of the more popular debates is centered around what Tirano saurio Rex ate and whether it was a carnivore or a scavenger. While there are many different ideas surrounding what the dinosaur may or may not have eaten, one comparison had not been drawn between tiranosaurio and some modern animals – were bones a part of its diet on purpose? In order to answer this question, its jaw and skull anatomy had to be biomechanically modeled to observe how well its musculature, bite force, and tooth structure would have withstood biting down on bone.

Modern reptiles will swallow bones whole rather than break them crushing bones for food is generally thought of as a mammalian trait since most modern reptiles do not have the jaw strength to crush larger bones. Sin embargo, Tirano saurio Rex was likely able to crush the bones of its prey. To understand this difference, a recent paper revisited how hard Tyrannosaurus rex could bite and how that force influenced its dietary habits. Using jaw muscle modeling, bite force estimation, and tooth resistance to pressures, the researchers attempted to understand how it was possible that Tirano saurio Rex was able to finely crush bones as it ate.

According to the authors of the paper, large-bodied tyrannosaurids were able to crush bone thanks to their enormous bite forces which, in the case of tiranosaurio , were calculated to be between 8,526 to 34,522 newtons of force based on its skull and jaw dimensions. To put this into perspective, some crocodilians can bite down with approximately 16,500 newtons of force and we humans can only bite down with a measly 890 newtons. Similarly, the teeth were able to withstand the stresses of repeatedly biting hard bone at high pressures. Most of the maxillary teeth could withstand stresses that fracture the dense outer layer of bones for up to 25 mm from the tip of the tooth. Once the tooth had punctured a bone, the bite force would have easily crushed the remaining part of the bone.

Osteophagy, the tendency of an animal to knowingly ingest bones as part of its normal diet, is one method animals use to gain the nutrients they need and is fairly common throughout all animals. Modern reptiles and birds that break bones for consumption use a variety of methods to access the nutrition locked away in the bones themselves. For example, alligators will use their blunt teeth to bite and puncture other animals (bones included) and the bearded vulture will drop bones from great heights to break them and access the marrow inside. Both birds and reptiles that utilize osteophagy regularly have strong stomach acids with a very low pH – thus allowing for the bones they eat to be easily chemically dissolved. Similarly, tyrannosaurids such as tiranosaurio would have been able to break down bone and easily digest them to allow extra nutritional intake. En el caso de T. rex, the teeth and jaws were perfect to crack and fragment bones and, based on bone fragments in collected coprolites (fossilized poop that has been associated with Tirano saurio Rex ), easily digest them as well.

Scientists have known for a long time that the bite force of tiranosaurio was immense and played a part in its ability to eat. However, the extent of Tirano saurio Rex ’s bite force as a function of diet had not been explored. The combination of bite force, the teeth’s ability to withstand massive forces, and repeated biting in the same area along a bone gave tiranosaurio the ability to fragment bone with relative ease. Adaptations to freeing more nutrients from bones would have helped sustain its enormous body size and helped it to be as evolutionarily successful as it was.


Expresiones de gratitud

This research is dedicated to the late T. Hunter and J. B. Thorbjarnarson. Both provided invaluable insights and assistance for our study. A special thanks goes out to D. C. Drysdale for generously allowing scientific access to the entirety of his crocodilian specimens at the St. Augustine Alligator Farm Zoological Park. We also thank the curatorial staff members of St. Augustine Alligator Farm Zoological Park and Crocodylus Park. J. Gatesy generously allowed access to his comprehensive data on the phylogeny for the Crocodylia. C. Brochu and Wann Langston provided helpful discussions about fossil crocodilian specimens, historical size range, systematics, and taxonomy. S. Deban assisted with the gathering and analysis of data on underwater jaw closure. K. Womble produced the graphics.


T-Rex's bone-shattering bite was much worse than its bark

Few animals capture the imagination quite like the Tyrannosaurus rex – even if it wasn't the biggest predator to ever stalk the Earth, and it may have sounded more bird than beast. But a new study shows that the King may still deserve its crown, thanks to a terrifying set of jaws that could deliver one of the strongest bites of any land animal in history. It's an ability that T-rex probably used to pulverize and eat the bones of its unfortunate prey.

A group of scientists from Florida State University began by studying the bite force of crocodiles and alligators, which are at the top of today's list of animals you don't want to find yourself between the jaws of. In 2012, the team found that a saltwater crocodile packed a bite of 3,700 pound-force (16,460 newtons), By comparison, a human vigorously tearing into a steak tops out at around 200 lbf (890 N).

Using the jaw musculature of modern crocodiles, Florida State University researchers calculated that the T-rex might have had a bite force of 8,000 lb (35,586 N), and 431,000 psi

Using the jaw musculature of crocodiles as a starting point, the Florida State researchers compared the reptilian figures with those of birds, a closer modern relative of dinosaurs, to create a model for the biting power of a T-rex. The dinosaur, they found, could chow down with about 8,000 lbf (35,586 N), more than twice the force of a saltwater croc. But the team points out that in practical terms, there's more to the story than that one number.

"Having high bite force doesn't necessarily mean an animal can puncture hide or pulverize bone, tooth pressure is the biomechanically more relevant parameter," says Gregory Erickson, co-author of the study. "It is like assuming a 600 horsepower engine guarantees speed. In a Ferrari, sure, but not for a dump truck."

Tooth pressure is determined by how the shape of the teeth focuses the pressure into a smaller point, and the T-rex's long, cone-shaped chompers were perfect for piercing flesh and shattering bone. Channeling the force, a Tyrannosaurus bite could impart as much as 431,000 pounds per square inch (psi), which helped the animal pulverize the bones of its prey to give it a nutritional advantage over other predators of its day. To compare, saltwater crocs were measured at 360,000 psi.

"It was this bone-crunching acumen that helped T-rex to more fully exploit the carcasses of large horned-dinosaurs and duck-billed hadrosaurids whose bones, rich in mineral salts and marrow, were unavailable to smaller, less equipped carnivorous dinosaurs," says Paul Gignac, co-author of the study.

This section of Triceratops pelvis shows some 80 T-rex bite marks, indicating a "puncture and pull" pattern of biting

This feeding style is very different from modern crocodiles, which bite to kill before swallowing their meals mostly whole. Due to their tooth structure, as well as bite marks found on Triceratops bones, the researchers suggest that the T-rex ate with a biting and chewing pattern, in the style of modern mammals like hyenas and wolves. That means this feeding pattern arose earlier than previously thought.


The Tyrannosaurus Rex’s Dangerous and Deadly Bite

Tyrannosaurus rex has always been recognized as fearsome—the New York Times labeled it the “prize fighter of antiquity” when the first mounted Tirano saurio Rex bones were displayed in 1906—but thanks to two British researchers, it’s now clear that the giant carnivore bit harder than experts had thought. A lot harder.

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The Tyrannosaurus Rex known as Stan, excavated in South Dakota in 1992, is one of the most complete tyrannosaurus rex skeletons in the world. (Greg Latza / AP Images)

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Karl Bates, a biomechanics expert at the University of Liverpool, and Peter Falkingham, a paleontologist at the Royal Veterinary College, London, and Brown University, acknowledge that measuring the biomechanics of an extinct species “is notoriously difficult and involves numerous assumptions.” But for their assessment of T. rex’s bite, published in Letras de biología, they constructed a three-dimensional digital model of the animal’s skull and reconstructed the relevant jaw musculature, based on anatomical research on birds (which are, after all, living dinosaurs) and crocodilians (the closest living cousins to Dinosauria as a group). Previous assessments relied on extrapolations from crocodile bites or fossil Tirano saurio Rex tooth marks.

When Bates and Falkingham used computer models to simulate T. rex’s bite, the result was “quite surprising,” Bates told us: a maximum bite force of almost 12,800 pounds, about the equiva­lent of an adult T. rex’s body weight (or 13 Steinway Model D concert grand pianos) slamming down on its prey. Eso haría Tirano saurio Rex the hardest-biting terrestrial animal ever known. (C. megalodon, an extinct giant shark, bit at an estimated 41,000 pounds Deinosuchus, an ancient crocodilian, at about 23,000 pounds.) Bates and Falkingham’s figure was two to three times greater than previous estimates, six to seven times greater than the biting force they calculated for the dinosaur Allosaurus and about three and a half times greater than the hardest bite measured in an extant species, an Australian saltwater crocodile.

“The posterior part of the skull that housed the muscles was particularly large,” Bates says. Rare juvenile Tirano saurio Rex skeletons indicate that these dinosaurs were leggy runners with relatively shallow skulls incapable of anchoring muscles that would generate a bite proportional to the adults’. In Bates and Falkingham’s tests, juvenile Tirano saurio Rex bites topped out at about 880 pounds. But as the animal matured, its jaw-closing muscles grew exponentially, to the point where they were huge “even for an animal of its colossal size.”

Joven Tirano saurio Rex were still formidable—they just targeted different prey. While the juveniles raced down small game, Bates notes, the adults had the power to bring down megaherbivores such as Edmontosaurio y Triceratops. This phenomenon, called resource partitioning, would have reduced competition between parents and offspring—a big evolutionary advantage. As if Tirano saurio Rex needed it.

Acerca de Riley Black

Riley Black es una escritora científica independiente especializada en evolución, paleontología e historia natural que escribe blogs regularmente para Científico americano.


T. Rex's Bite More Dangerous Than Previously Believed

The tyrant lizard, also known as Tyrannosaurus rex, had the strongest bite of any known land animal, new research suggests.

"Our results show that the Tirano saurio Rex had an extremely powerful bite, making it one of the most dangerous predators to have roamed our planet," study researcher Karl Bates, of the University of Liverpool, said in a statement.

Younger T. rexes didn't have such strong bites, the researchers found, which probably meant they had a different diet and relied less on the fearsome bite than their older counterparts. This differing diets likely led reduced competition between generations of Tirano saurio Rex, the researchers said. [Image Gallery: The Life of T. Rex]

Fearsome bite

The new estimate of bite force is higher than past estimates that relied on indent measures in which they pressed down the skull and teeth onto a bone until they got the imprints that matched those on fossils. In the new study, the researchers created a computer model of the dinosaur's jaw by first digitally scanning skulls from an adult and juvenile Tirano saurio Rex, un allosaurus, an alligator and an adult human. They used these scans to model each animal's bite.

"We took what we knew about Tirano saurio Rex from its skeleton and built a computer model," Bates said. "We then asked the computer model to produce a bite so that we could measure the speed and force of it directly."

The force exerted at one of Tirano saurio Rex's back teeth would have been between 7,868 and 12,814 pounds-force (35,000 and 57,000 newtons). This force would be akin to having a medium-size elephant sit on you.

Young vs. old

The shape of Tirano saurio Rex's skull allowed room for lots of muscles, creating what is "by far the highest bite forces estimated for any terrestrial animal," the researchers write in the paper, to be published tomorrow (Feb. 29) in the journal Biology Letters, but it is possible the extinct gigantic shark Megalodon had a stronger bite.

"If you consider that the lion and alligator [bite strength] are so much lower (as reported in our paper), and think of what they can bite through, that can give you a sense of the power in a Tirano saurio Rex bite," study researcher Peter Falkingham, of the University of Manchester in the United Kingdom, told LiveScience in an email. "Such a powerful bite may have enabled T.rex to crush large bones."

(Past research has suggested Tirano saurio Rex's fused nasal bones boosted its bite force, while also keeping the predator's skull from breaking from a serious chomp.)

Even when Falkingham and colleagues scaled the models for body size differences, this bite was relatively much stronger than the bite of a juvenile Tirano saurio Rex. In its early years of life, Tirano saurio Rex's bite was weaker, but the young dinosaurs might have also been more athletic and had longer arms in proportion to their body size, previous research has suggested.

These differences could mean that the dinosaur's diet would have changed over time &mdash starting on smaller prey, but growing into a ferocious predator to even the largest animals as it matured. These dietary differences would have reduced competition between older and younger T. rexes, Falkingham said.

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