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Circulación a través del hígado a la luz del metabolismo de los fármacos.

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Tengo una pregunta persistente que surge de una respuesta que di a ¿Qué hidroliza la aspirina en el tracto digestivo y el torrente sanguíneo?

Cuando un fármaco o cualquier otra sustancia se absorbe en el torrente sanguíneo en el estómago o el intestino delgado, finalmente pasa a través de la vena porta hepática hacia los sinusoides hepáticos, donde es procesado por los hepatocitos y se introduce en la circulación general a través de la vena cava. En términos de metabolismo, esto es lo que causa un efecto de "primer paso" para los medicamentos que se ingieren.

Para los medicamentos que se administran por vía intravenosa, intramuscular o sublingual (como en la otra pregunta de Biology.SE), se evita este efecto de primer paso y el medicamento se introduce en la circulación general sin ser metabolizado primero por el hígado. .

A pesar de que se evita el primer paso, la sangre en el cuerpo aún regresa a través del hígado eventualmente a través de la arteria hepática, que es una rama de la arteria celíaca.

El problema que todavía tengo es, ¿la sangre que llega de la arteria hepática se fusiona con la sangre de la vena porta hepática? Si no es así, ¿la sangre de la arteria hepática todavía interactúa con los hepatocitos de alguna manera? (tiene sentido que lo tenga, y también he leído que una de las funciones principales de la arteria hepática era suministrar suministro de sangre para las necesidades metabólicas del hígado) Si este no es el caso, ¿en qué parte del cuerpo se utilizarían estos medicamentos que introducido por vía intravenosa, etc., ¿se metaboliza?


Sí, la sangre de la arteria hepática (propiamente dicha) y la vena porta se mezclan en los sinusoides del hígado. La vena hepática suministra aproximadamente el 75% de la sangre al hígado y la arteria hepática el 25% restante. Debido a que la vena porta proporciona una gran parte del suministro de sangre al hígado, cualquier enfermedad que provoque la acumulación de sangre puede causar hipertensión portal.

La arteria hepática transporta sangre rica en oxígeno desde el corazón. La vena porta es parte del sistema portal y conecta los lechos capilares del tracto gastrointestinal con los del hígado. Debido al mayor volumen a través de la vena porta, creo que cada vaso transporta aproximadamente la mitad del suministro de oxígeno al hígado.

En el caso de los fármacos que se introducen mediante una inyección, por ejemplo, el metabolismo se produce en todo el sistema circulatorio y en el hígado. Recuerde que es todo el mismo suministro de sangre, pero el efecto de primer paso solo se refiere a la sangre que va al hígado antes de ingresar a la circulación sistémica (por la cual puede viajar a su objetivo).


Metabolismo de fármacos

Kenneth Bachmann, en Farmacología, 2009

8.1.1 Resumen e historial

El estudio del metabolismo o biotransformación de los fármacos es de vital importancia para comprender el curso temporal de los fármacos en el cuerpo, la estructuración de los regímenes de dosificación, la farmacología y toxicología de los metabolitos de los fármacos y las interacciones de las combinaciones de fármacos multivalentes. La hidrofobicidad es una característica química importante de la mayoría de las moléculas de fármacos, porque las probabilidades tanto de una buena absorción oral como de interacciones con dianas moleculares tienden a aumentar a medida que aumenta la hidrofobicidad. Desafortunadamente, la probabilidad de una excreción renal o biliar eficaz de fármacos del organismo disminuye a medida que aumenta la hidrofobicidad. Por tanto, el metabolismo o biotransformación de moléculas de fármacos hidrófobos en moléculas más hidrófilas es un factor muy importante en la eliminación de fármacos del organismo. Aunque las enzimas que median en el metabolismo de los fármacos se encuentran en muchos tejidos, es en el hígado y en las células epiteliales de la parte superior del intestino donde se produce la mayor parte del metabolismo de los fármacos. En el caso de un fármaco sujeto a biotransformación, si se administra mediante infusión intravenosa, es probable que el hígado sea el sitio principal de biotransformación. Por otro lado, es posible que el mismo fármaco administrado por vía oral esté sujeto a biotransformación tanto en el intestino durante la absorción como también en el hígado. En la figura 8.1 se muestra una descripción general de la relación entre el metabolismo intestinal y hepático.

Figura 8.1. Un medicamento que se toma por vía oral se encuentra primero con el contenido del estómago (1). El fármaco disuelto se absorberá principalmente en el intestino delgado (2). Este proceso a menudo expone las moléculas del fármaco a las enzimas que metabolizan el fármaco dentro de los enterocitos (consulte el n. ° 2 en el recuadro de la derecha). A continuación, las moléculas de fármaco que atraviesan los enterocitos intactos serán transportadas a través de la sangre a la vena porta hepática y, por tanto, entrarán en los sinusoides del hígado (3). El recuadro de la derecha muestra el movimiento de moléculas de fármaco a través de los sinusoides hepáticos desde la vena porta hepática (izquierda) hacia la vena central del hígado (derecha). A medida que las moléculas de fármaco se mueven a través de los sinusoides, pueden difundirse o transportarse a los hepatocitos, donde pueden biotransformarse, transportarse a los canales biliares o regresar a los sinusoides. Una vez que las moléculas del fármaco y sus metabolitos entran en la vena central (lado derecho del recuadro), obtienen acceso a la circulación general.

El papel de la biotransformación en la acción de los fármacos se reconoció ya a mediados del siglo XIX, sin embargo, el interés científico en el metabolismo de los fármacos creció exponencialmente después del descubrimiento por Axelrod y Estabrook y colaboradores de que el pigmento rojo del hígado descrito por Garfinkel y Klingenberg desempeñaba la función de oxidoreductasas metabolizadoras de fármacos hepáticos. El pigmento fue caracterizado como un citocromo por Omura y Sato en la década de 1960. El primer estudio en humanos sobre el metabolismo de los fármacos ocurrió en 1841 cuando Ure notó que el ácido hipúrico podía aislarse de la orina después de la ingestión de ácido benzoico, y Hoffmann informó de la primera interacción metabólica entre fármacos en 1877, quien descubrió que la quinina podía disminuir la formación. de ácido hipúrico a partir de ácido benzoico.

La reacción anterior es un ejemplo de conjugación o reacción sintética. Las reacciones sintéticas constituyen uno de los dos grandes tipos de reacciones metabólicas que inicialmente fueron clasificadas por R. T. Williams a mediados del siglo XX. Se ha referido a Williams como el fundador del campo del metabolismo de las drogas. Algunos otros científicos de mediados del siglo XX que son generalmente reconocidos por haber avanzado en el campo del metabolismo de las drogas de manera significativa incluyen a Bernard B. Brodie, Sidney Udenfriend, James Gillette, Bert LaDu y Julius Axelrod. Muchos de los que hicieron importantes contribuciones al campo durante la última mitad del siglo XX se capacitaron con el Dr. Brodie en los Institutos Nacionales de Salud.

Williams propuso el esquema dicotómico del metabolismo de los fármacos que consiste en una fase inicial (Fase I) que posiblemente podría ser seguida por una segunda (Fase II). En la Fase I, un fármaco se activa o inactiva mediante uno de los tres tipos de modificaciones químicas o biotransformaciones irreversibles, a saber, oxidación, reducción o hidrólisis. La Fase II fue la fase sintética, que Williams caracterizó como un paso de inactivación adicional, aunque ahora se entiende que las reacciones de Fase II pueden ocurrir en ausencia de reacciones de Fase I, y que tanto las reacciones de Fase I como las de Fase II pueden activar e inactivar fármacos. La dicotomía de reacciones metabólicas de Williams & # x27 todavía se usa ampliamente en la actualidad.


Grandes venas que se consideran parte de la sistema venoso portal son los:

La vena mesentérica superior y la vena esplénica se unen para formar la vena porta hepática real. La vena mesentérica inferior se conecta en la mayoría de las personas en la vena esplénica, pero en algunas personas, se sabe que se conecta en la vena porta o en la vena mesentérica superior.

Aproximadamente, el sistema venoso portal corresponde a áreas irrigadas por el tronco celíaco, la arteria mesentérica superior y la arteria mesentérica inferior.

los sistema venoso portal es responsable de dirigir la sangre de partes del tracto gastrointestinal al hígado. Las sustancias absorbidas en el intestino delgado viajan primero al hígado para su procesamiento antes de continuar hacia el corazón. No todo el tracto gastrointestinal es parte de este sistema. El sistema se extiende desde aproximadamente la parte inferior del esófago hasta la parte superior del canal anal. También incluye drenaje venoso del bazo, páncreas y grasa visceral. [2] [3]

El propósito evolutivo del metabolismo de primer paso, mediante el cual las sustancias absorbidas de los alimentos en el intestino pasan a través del hígado antes de ingresar a la circulación sistémica, es utilizar el hígado como un escudo (una primera línea de defensa) entre (a) el alimento, su toxinas (sean las que sean) y sus intermediarios / metabolitos metabólicos (como el amoníaco) y (b) el resto de los tejidos del cuerpo, incluido el cerebro. La necesidad de un sistema de este tipo se demuestra por lo que sucede cuando el sistema se descompone, como se ve cuando la fibrosis hepática avanzada en la cirrosis conduce a una encefalopatía hepática en el cerebro debido a que la sangre está cargada de amoníaco y otras sustancias que no favorecen la función cerebral.

El flujo de sangre al hígado es único porque recibe sangre tanto oxigenada como (parcialmente) desoxigenada. Como resultado, la presión de gas parcial de oxígeno (pO2) y la presión de perfusión de la sangre portal son más bajas que en otros órganos del cuerpo. La sangre pasa de las ramas de la vena porta a través de cavidades entre "placas" de hepatocitos llamadas sinusoides. La sangre también fluye de las ramas de la arteria hepática y se mezcla en los sinusoides para suministrar oxígeno a los hepatocitos. Esta mezcla se filtra a través de los sinusoides y se acumula en una vena central que desemboca en la vena hepática. Posteriormente, la vena hepática drena hacia la vena cava inferior.

La arteria hepática proporciona del 30 al 40% del oxígeno al hígado, mientras que solo representa el 25% del flujo sanguíneo hepático total. El resto proviene de la sangre parcialmente desoxigenada de la vena porta. El hígado consume aproximadamente el 20% del oxígeno corporal total cuando está en reposo. Es por eso que el flujo sanguíneo total del hígado es bastante alto, alrededor de 1 litro por minuto y hasta dos litros por minuto. Eso es en promedio una cuarta parte del gasto cardíaco promedio en reposo.

La hipertensión portal es una afección en la que la presión arterial del sistema venoso portal es demasiado alta. A menudo es el resultado de una cirrosis hepática.

Metabolismo de las drogas Editar

Muchos fármacos que se absorben a través del tracto gastrointestinal son metabolizados sustancialmente por el hígado antes de llegar a la circulación general. Esto se conoce como efecto de primer paso. Como consecuencia, ciertos medicamentos solo pueden tomarse por determinadas vías. Por ejemplo, la nitroglicerina no se puede tragar porque el hígado desactivará el medicamento, pero se puede tomar debajo de la lengua o por vía transdérmica (a través de la piel) y, por lo tanto, se absorbe de una manera que pasa por alto el sistema venoso portal. A la inversa, el dextrometorfano, un supresor de la tos, se toma mejor por vía oral porque necesita ser metabolizado por el hígado en dextrorfano para que sea eficaz. Este último principio es el de la mayoría de los profármacos.

El uso de supositorios es una forma de desviar parcialmente la vena porta: el 1/3 superior del recto se drena hacia la vena porta mientras que los 2/3 inferiores se drenan hacia la vena ilíaca interna que va directamente a la vena cava inferior ( evitando así el hígado).


Enfoques ADME-Tox

5.02.3.4 Metabolismo

El metabolismo del fármaco es la fase de transformación bioquímica del fármaco. Es muy variable entre fármacos y depende de las condiciones biológicas. La fase de metabolismo está ausente para los pocos fármacos que no se transforman. Como se explica con gran detalle en otros capítulos ( ver 5.05 Principios del metabolismo farmacológico 1: Reacciones redox 5.06 Principios del metabolismo farmacológico 2: Reacciones de hidrólisis y conjugación 5.07 Principios del metabolismo farmacológico 3: Enzimas y tejidos 5.08 Mecanismos de toxificación y desintoxicación que desafían a fármacos candidatos y fármacos 5.09 Inmunotoxicología 5.10 Estudios in vitro de fármacos Metabolismo 5.33 Sistemas expertos integrales para predecir el metabolismo de fármacos 5.43 Metabonómica), las biotransformaciones pueden implicar una o más reacciones sucesivas:

Las transformaciones de fase 1 (reacciones de funcionalización) implican la creación de un grupo funcional o la modificación de uno existente por oxidación, reducción o hidrólisis.

Las transformaciones de fase 2 (reacciones de conjugación) acoplan un fármaco o un metabolito a una molécula conjugadora endógena como ácido glucurónico, ácido sulfúrico, ácido acético, glutatión, etc.

Desde un punto de vista fisicoquímico, se espera que el metabolismo del fármaco produzca metabolitos de menor lipofilicidad en relación con el fármaco original, por ejemplo, mediante la adición de un grupo ionizable. Como resultado, los metabolitos a menudo se excretan más rápido que el fármaco original, pero hay excepciones. Desde el punto de vista farmacológico, es fundamental comprobar las consecuencias farmacodinámicas de estas reacciones metabólicas. A menudo, pero lejos de siempre, la biotransformación implica inactivación o desintoxicación. La activación se refiere a profármacos, pero también a compuestos activos (fármacos) que dan lugar a metabolitos activos. Este último puede presentar un perfil de PK diferente al del fármaco original y / o una actividad cualitativamente diferente. Los profármacos reciben un tratamiento específico en los capítulos 5.44 y 5.45

Algunas enzimas implicadas en el metabolismo presentan un polimorfismo genético, que separa poblaciones de pacientes según sus fenotipos (es decir, metabolizadores muy rápidos, "normales" y lentos). Este es el campo de la farmacogenética. Independientemente de cualquier estado patológico, los individuos que son metabolizadores muy rápidos o lentos deben ser identificados y ajustar sus dosis. También se debe aplicar una monitorización específica para fármacos con un índice terapéutico bajo, lo que resulta en un margen de seguridad bajo debido a dosis tóxicas y efectivas relativamente vecinales.


Vías de desintoxicación en el hígado

El hígado juega un papel importante en la protección del organismo de agresiones químicas potencialmente tóxicas a través de su capacidad para convertir lipófilos en metabolitos más solubles en agua que pueden eliminarse eficazmente del cuerpo a través de la orina. Esta capacidad protectora del hígado se debe a la expresión de una amplia variedad de enzimas biotransformadoras xenobióticas cuya característica subyacente común es su capacidad para catalizar la oxidación, reducción e hidrólisis (Fase I) y / o conjugación (Fase II) de grupos funcionales en el fármaco. y moléculas químicas. La amplia especificidad de sustrato, la multiplicidad de isoenzimas y la inducibilidad de muchos de estos sistemas enzimáticos los hacen particularmente bien adaptados para manejar la amplia gama de diferentes estructuras químicas en el entorno al que estamos expuestos a diario. Sin embargo, algunas de estas enzimas también pueden convertir algunas sustancias químicas en metabolitos más tóxicos, lo que implica que las variaciones de estas últimas pueden ser importantes factores predisponentes para la toxicidad. Los defectos farmacogenéticos de las enzimas de biotransformación xenobióticas, una subclase de errores innatos del metabolismo que se manifiestan solo tras la exposición al fármaco, introducen una variación marcada en las poblaciones humanas para la farmacocinética y la farmacodinamia de los agentes terapéuticos y tóxicos y, por tanto, pueden tener importantes consecuencias clínicas para la eficacia del fármaco y toxicidad.


Discusión

Los resultados de este estudio tienen dos implicaciones importantes. Primero, se demostró que TrxR1 es un determinante del estado metabólico global del hígado. Deleción genética de Txnrd1 desencadenó un cambio metabólico que favoreció la acumulación de glucógeno sobre la de lípidos y una alta expresión de las enzimas del metabolismo de los fármacos. En segundo lugar, TrxR1 se identificó como un objetivo de alta afinidad para la inactivación directa por NAPQI, lo que podría contribuir a la hepatotoxicidad inducida por APAP. Curiosamente, aunque se demostró que el tratamiento con APAP inhibe la actividad hepática de TrxR en vivo, los ratones en los que los hepatocitos eran genéticamente deficientes en TrxR1 fueron refractarios a la hepatotoxicidad inducida por APAP. Nuestros resultados indican que un cambio crónico en los procesos metabólicos de los hepatocitos como resultado de la alteración genética de Txnrd1 condiciona previamente un estado de resistencia a APAP en el hígado, mientras que la pérdida aguda de la actividad de TrxR1 causada por la exposición a APAP, en sí misma, es insuficiente para inducir resistencia.

TrxR1 regula el estado metabólico del hígado

Hasta donde sabemos, este es el primer estudio que muestra un vínculo directo entre Txnrd1 estado y un cambio metabólico entre un fenotipo de almacenamiento de glucógeno versus uno de almacenamiento de lípidos. La interrupción de TrxR1 cambió la bioenergética del hígado hacia la glucogénesis, lo que indica que la actividad de TrxR1 predispone al hígado hacia la lipogénesis. Como posibles mecanismos para este cambio, se debe considerar un papel potencial de Txnip (ver Introducción). Se ha demostrado que Txnip participa en la determinación del estado metabólico de varios tipos y sistemas celulares [7 & # x0201310], y se ha correlacionado con cambios metabólicos en otros [11, 12]. Por tanto, es posible que el cambio metabólico causado por hepatocítico Txnrd1 la deleción es un efecto secundario relacionado con la influencia de TrxR1 & # x02019s, a través de la reducción de Trx1, en Txnip. Alternativamente, es posible que TrxR1 y Txnip medien cada uno de forma independiente en el metabolismo a través de Trx1. La resolución de estos mecanismos está fuera del alcance del presente estudio, pero claramente justifica una investigación futura. Aquí, podemos concluir que la modulación genética de la Txnrd1 El estado en el hígado de ratón tiene efectos igualmente pronunciados sobre el estado metabólico que se han identificado en modelos de ratón con Txnip supresión.

APAP inhibe los sistemas GSH y Trx en el hígado normal

La exposición a dosis altas de APAP agota rápidamente las reservas hepáticas de GSH, lo que interrumpirá todas las reacciones redox hepáticas dependientes de GSH. Sin embargo, las funciones redox del sistema GSH se superponen en gran medida con las del sistema Trx y, de hecho, con los hepatocitos no desafiados. en vivo permanecen abiertamente normales en ausencia de GSH, Gsr o TrxR1 [3, 30, 31, 45, 46]. Por el contrario, el agotamiento a corto plazo de GSH hepático con butionina sulfoximina en ratones que carecen genéticamente de TrxR1 hepatocítico inhibe la replicación del ADN de los hepatocitos [30], lo que indica que al menos algunas reacciones redox esenciales requieren el sistema GSH o Trx para su actividad. En este estudio, mostramos que la exposición a dosis altas de APAP inhibe las actividades hepáticas de TrxR y Trx en hígados de tipo salvaje. Esto indica que, en estas condiciones, tanto el sistema GSH como el Trx están inhibidos y, como corolario, se interrumpirán todas las reacciones redox que requieran cualquiera de estos sistemas. Los impactos potenciales de esto sobre la hepatotoxicidad se discuten a continuación.

Interacción entre el estado metabólico del hígado con deficiencia de TrxR1 y la susceptibilidad a la toxicidad por APAP

El ayuno exacerba la hepatotoxicidad de APAP, y esto se ha correlacionado con el agotamiento de las reservas de glucógeno [39]. Sin embargo, hasta donde sabemos, no se ha demostrado previamente que la congestión de glucógeno se correlacione con la resistencia a APAP. De hecho, la capacidad de la vía UGT es normalmente insuficiente para proporcionar una protección sustancial incluso contra la provocación de APAP en dosis bajas [22]. Es importante destacar que el sustrato de UGT es APAP, que no es citotóxico, por lo que la vía de UGT se adelanta a la formación de NAPQI, el metabolito citotóxico. Los hígados deficientes en TrxR1 contenían niveles de glucógeno de

40 & # x000b5g / mg de tejido (Figuras 1B, S2C). Esto se correlaciona con

0,33 equivalentes molares de glucosa o glucuronato, en un hígado de 1,5 g, y esto se consumió muy rápidamente tras la exposición con 1000 mg / kg de APAP (Figura 3B, S2C). Esta dosis de APAP es equivalente a 30 mg, o 0,2 moles, en un ratón de 30 g. Aunque no sabemos cuánto glucógeno se destina a las demandas energéticas frente a la conjugación, la relación molar de glucógeno consumido a APAP administrado en estos animales fue lo suficientemente alta como para que la glucuronidación podría haber contribuido sustancialmente a la desintoxicación, reduciendo así eficazmente la formación celular de NAPQI.

Interacciones de APAP con enzimas del metabolismo de fármacos en hígados nulos / nulos o nulos / +

A pesar de que nulo / nulo y nulo / + hígados acumulan niveles similares de glucógeno, el nulo / + los hígados mostraron una mayor patología después de la prueba de APAP. Esto puede explicarse por los diferentes grados en que se activaron las vías del metabolismo de los fármacos en cada genotipo. Por ejemplo, nulo / nulo hepatocitos pero no nulo / + los hepatocitos sobreexpresan el ARNm de Nqo1 (Figura 5D), una enzima que cataliza la conversión de NAPQI en APAP [47]. APAP y NAPQI están en equilibrio en hepatocitos desafiados con APAP, con Cyps catalizando la formación de APAP en NAPQI y Nqo1 jugando un papel protector al revertir esta reacción. El aumento de la actividad de Nqo1 cambiará este equilibrio hacia APAP, reduciendo así las concentraciones citoplasmáticas de NAPQI [22, 47]. Aunque los ARNm que codifican varios Cyps fueron regulados positivamente en nulo / + y nulo / nulo hígados (Figura 5, Tabla S1), estos no incluyen a los miembros de la familia Cyp que convierten APAP en NAPQI [48 & # x0201350]. En comparación con los hígados + / +, ambos nulo / nulo y nulo / + los hígados sobreexpresan Abcc3, pero solo nulo / nulo los hígados también sobreexpresan Abcc4 (Figura 5D). Como resultado, los hígados de ambos genotipos probablemente exhiban una mayor eliminación de los metabolitos APAP, con nulo / nulo los hígados son más efectivos en esto que nulo / + hígados. Además, encontramos que el nulo / nulo los hígados tienen una vía biosintética de GSH aumentada, niveles aumentados de GSH en estado estacionario y exhiben ARNm y proteínas de GST de clase A y M de acumulación muy alta, todo lo cual debería reforzar la exportación de NAPQI mediada por glutatión. En resumen, el perfil constitutivo del metabolismo de los fármacos de los hígados deficientes en TrxR1, en comparación con los hígados de tipo salvaje, será particularmente competente para prevenir la acumulación citosólica de NAPQI al (1) eliminar de manera más efectiva el APAP antes de que se convierta en NAPQI y (2) derivación cualquier NAPQI que se vuelva a formar en APAP y fuera de la célula mediante exportación medida por glucuronidación, o directamente fuera de la célula mediante exportación mediada por glutatión. Aunque está fuera del alcance del estudio actual distinguir las contribuciones relativas de cada vía a la desintoxicación de APAP en estos ratones, la observación de que los niveles de GSH rebotan a niveles de reposo o más altos dentro de las 4 h de la exposición a dosis altas de APAP en ambos nulo / nulo y nulo / + hígados da fe de la eficacia con la que el cambio metabólico general en hígados deficientes en TrxR1 les permite resistir el agotamiento de GSH inducido por APAP y la hepatotoxicidad.

Factores que contribuyen a la citotoxicidad inducida por NAPQI

Los mecanismos de la toxicidad de NAPQI siguen sin comprenderse por completo. Dado que otros medios de depleción de GSH no son citotóxicos [45], la depleción de GSH, por sí sola, no puede explicar la toxicidad. Dado que NAPQI es altamente electrofílico, los residuos de cisteína reaccionarán con él a velocidades que dependerán de la accesibilidad y la reactividad relativa de los residuos individuales. Como tal, las cisteínas del sitio activo en moléculas como GSH o Trx serán los objetivos preferidos. El residuo de Sec aún más reactivo en TrxR1 [6] debería ser particularmente susceptible a NAPQI. Aquí mostramos que NAPQI es de hecho muy eficaz para inhibir TrxR1 a través de su residuo Sec, y que los ratones de tipo salvaje tratados con APAP sufren pérdidas marcadas de las actividades Trx y TrxR. Estudios recientes han demostrado que NAPQI también inhibe la superóxido dismutasa mitocondrial (MnSOD), presagiando daño oxidativo mitocondrial [51]. Es probable que la inhibición de MnSOD también se deba a la alta reactividad del sitio activo de la enzima, que se espera que la convierta en un objetivo NAPQI favorable. Por lo tanto, NAPQI interrumpe los sistemas GSH y Trx, que son los dos principales sistemas antioxidantes impulsados ​​por NADPH de la célula, e impide la desintoxicación mitocondrial de las especies reactivas de oxígeno (ROS), todos los cuales probablemente contribuyen a la hepatotoxicidad.

Estudios bioquímicos recientes han demostrado que, al reaccionar con ciertos fármacos electrofílicos, TrxR1 puede adoptar actividades novedosas. Por ejemplo, como mostramos aquí para NAPQI, el cisplatino reacciona con el residuo TrxR1 Sec, inhibe su actividad Trx-reductasa pero no su actividad juglona-reductasa e induce la unión irreversible de TrxR1 a Trx1 [52]. Algunos otros compuestos electrofílicos que reaccionan con el residuo de TrxR1 Sec pueden, en presencia de ciertos sustratos de moléculas pequeñas, inducir a la enzima a convertirse en una NADPH-oxidasa citotóxica, titulada proteína propoptótica) que puede generar grandes cantidades de ROS [40]. Si bien se desconoce si el TrxR1 unido a NAPQI en los hepatocitos podría generar ROS de manera similar, es intrigante considerar que los hepatocitos deficientes en TrxR1 podrían ser refractarios a APAP no solo como consecuencia de sus reservas de glucógeno y su capacidad aumentada de metabolismo de fármacos, sino también como una consecuencia de no tener TrxR1 convertido en un SecTRAP. Se requerirán más estudios para probar esta posibilidad.

Finalmente, nuestro estudio revela una red sorprendentemente integrada de sistemas metabólicos en los hepatocitos, con TrxR1 desempeñando un papel clave en el intercambio de información entre sistemas. La importancia de esto se enfatiza por las funciones sinérgicas que desempeñan diversas vías metabólicas en la protección de los hepatocitos durante la exposición a APAP. La remediación clínica de APAP se centra actualmente en aumentar la producción de GSH [53]. Sin embargo, se sabe que la deficiencia nutricional es un factor que compromete la sensibilidad de APAP [39], y el aumento en el consumo de glucógeno inducido por APAP que vemos en hígados deficientes en TrxR1 sugiere que la modulación bioenergética podría proporcionar un medio adicional para abrogar los efectos hepatotóxicos de APAP. En el futuro, las terapias combinatorias que mantienen la producción de GSH, aumentan la desintoxicación basada en glucuronidación y posiblemente previenen la formación de SecTRAP podrían mejorar la supervivencia en caso de sobredosis de APAP.


Respuestas neuroendocrinas

El envejecimiento se acompaña de cambios en las respuestas neuroendocrinas al estrés psicosocial o físico. En particular, se ha observado una función alterada del eje hipotalámico-pituitario-adrenal (HPA). La activación excesiva de HPA y la hipersecreción de glucocorticoides pueden provocar atrofia dendrítica en las neuronas del hipocampo, lo que resulta en deterioro del aprendizaje y la memoria. El daño o la pérdida de las neuronas del hipocampo da como resultado una inhibición por retroalimentación deficiente del eje HPA y la secreción de glucocorticoides, lo que conduce a un daño adicional causado por concentraciones elevadas de glucocorticoides. Este efecto de retroalimentación positiva sobre la pérdida neuronal del hipocampo se conoce como hipótesis de la cascada de glucocorticoides [34]. Por tanto, los glucocorticoides pueden sensibilizar a las neuronas del hipocampo a la muerte celular y / o deterioro funcional, efectos indirectos que probablemente dependan de la edad.

En condiciones de estrés crónico, habría ajustes insuficientes en la actividad del eje HPA en respuesta al desafío de niveles sostenidos de glucocorticoides. Esto podría deberse a una alteración de la regulación por retroalimentación de la actividad del eje HPA [35].


Abstracto

El hígado juega un papel central en el metabolismo. Aunque muchos estudios han descrito in vitro modelos hepáticos para el descubrimiento de fármacos, hasta la fecha, no se ha descrito ningún modelo que pueda mantener de forma estable la función hepática. Aquí, utilizamos una tecnología de bioimpresión 3D única y sin andamios para construir una pequeña porción de tejido hepático que podría mantener de manera estable el metabolismo de fármacos, glucosa y lípidos, además de la secreción de ácidos biliares. Este tejido hepático humano normal bioimpreso mantuvo la expresión de varios tipos de transportadores de fármacos hepáticos y enzimas metabólicas que funcionaron durante varias semanas. El tejido hepático bioimpreso mostró producción de glucosa. vía Señalización de cAMP / proteína quinasa A, que podría suprimirse con insulina. También se observó secreción de ácidos biliares del tejido hepático impreso y se acumuló en el medio de cultivo con el tiempo. Observamos estructuras biliares y similares a sinusoides en el tejido hepático bioimpreso, lo que sugiere que se produjo la secreción de ácidos biliares. vía una ruta sinusoide-hepatocito-conducto biliar. Estos resultados demostraron que nuestro tejido hepático bioimpreso era único, ya que ejercía diversas funciones metabólicas hepáticas durante varias semanas. En el futuro, esperamos que nuestro tejido hepático bioimpreso se aplique al desarrollo de nuevos modelos que puedan usarse para mejorar las predicciones preclínicas de toxicidad a largo plazo en humanos, generar nuevos objetivos para la enfermedad hepática metabólica y evaluar la excreción biliar en el desarrollo de fármacos.


Distribución

La distribución describe la transferencia reversible de un fármaco de un lugar del cuerpo a otro. Los desarrolladores de fármacos pueden obtener una visión general de la concentración del fármaco en varios tejidos y órganos a lo largo del tiempo a partir de estudios de ADME in vivo marcados radiactivamente, que incluyen autorradiografía cuantitativa de cuerpo entero (QWBA), microautoradiografía (mARG) y disección de tejidos.

Otros estudios in vitro pueden ayudar a reconstruir los detalles más minuciosos de la distribución de un compuesto y rsquos. Por ejemplo, los ensayos de permeabilidad pueden caracterizar el potencial de un compuesto para entrar en las células, los estudios de transportadores de fármacos ayudan a identificar las proteínas responsables de mover un fármaco dentro (captación) y fuera de las células (eflujo), y los estudios de unión a proteínas plasmáticas (PPB) cuantifican la grado de unión a proteínas plasmáticas, que podría limitar la cantidad de fármaco libre disponible para acción terapéutica o interacción con transportadores o enzimas.


5.1 Descripción general de la farmacología

Como se mencionó en la introducción, este capítulo es el comienzo de nuestra exploración de farmacología, que es el estudio de las acciones y efectos de las drogas. Puede ver fácilmente cómo este campo es relevante para una clase con las palabras “efectos del alcohol y otras drogas” en su nombre. La farmacología es la base de muchas ciencias de la salud y es fundamental para desarrollar fármacos terapéuticos y tratamientos farmacológicos.

Al final de esta sección, debería poder:

  • Diferenciar entre productos farmacéuticos, farmacocinéticos y farmacodinámicos.
  • Defina los cuatro componentes diferentes de la farmacocinética.

5.1.1 Las ciencias farmacéuticas

La farmacología se puede dividir en dos ramas diferentes: farmacocinética, que es el estudio de cómo se mueve el fármaco por el cuerpo, y farmacodinámica, que es el estudio de cómo la droga cambia el cuerpo. Puede usar estos significados para distinguir los dos términos entre los sufijos:cinética [movimiento] y -dinámica [cambio] se refiere a cómo se mueve el medicamento y qué cambia.

La farmacología es solo una de las muchas áreas de estudio relacionadas con las drogas. Otro ejemplo es la química médica, que es la síntesis de nuevos compuestos farmacológicos. Lo abordamos brevemente durante la discusión del proceso de aprobación de nuevos medicamentos en el primer capítulo, aunque no por su nombre. También hay otros campos, cada uno con muchas subespecialidades diferentes.

Un área que vale la pena mencionar es farmaciao el estudio de cómo se formula y dispensa un medicamento. En el pasado, los farmacéuticos solían dispensar medicamentos directamente como un polvo que contenía solo los ingredientes activos. Hoy en día, los fármacos suelen diseñarse con un forma de dosificación en mente, que es una mezcla de ingredientes activos e inactivos preparados en una forma particular, como una cápsula o tableta. Las formas de dosificación permiten un mayor control sobre la dosis del medicamento y cómo se toma.

Aunque no cubriremos los productos farmacéuticos en detalle en este curso, vale la pena conocerlo debido a la relación entre productos farmacéuticos y farmacocinéticos. Como puede ver en el diagrama a continuación, la forma de dosificación determina cómo el medicamento está disponible para el cuerpo. This influences the pharmacokinetics of the drug, which in turn influences the pharmacodynamics of the drug.

The focus of this chapter is pharmacokinetics, which as we just mentioned is concerned with how the drug moves throughout the body. In reality, the drug isn’t moving on its own—it’s actually being moved around by the natural systems in our body. Because of this, we can also say that pharmacokinetics is what the body does to the drug. (Next chapter we will look at pharmacodynamics, which is the opposite—what the drug does to the body.)

There are four main things that the body does to the drug: it absorbs it into the bloodstream, distributes it to various areas of the body, metabolizes it into different compounds, and excretes it from the system. A useful mnemonic that can help you remember this process is ADMEAbsorption, Distribution, METROetabolism, and mixcretion. We will spend the rest of this chapter examining each of these in detail.


Hígado in vitro Models for Toxicological Studies

Both liver metabolism and the mechanisms of initial liver injury are important to comprehend the potential toxicity of a drug. Therefore, the development of efficient and fit-for-purpose in vitro models should mimic the complexity of the en vivo hepatic milieu. As such, when building a relevant liver in vitro model, the hepatic cell sources and tissue architecture, flow dynamics and the formation of molecular gradients need to be carefully considered.

No universally accepted hepatocyte source that provides robust, predictive and significant toxicological and pharmacological results is currently available. Cell source selection depends on cell availability and study requirements while understanding the limitations associated to each cell origin, namely metabolic competence, stability, and population representativeness (Soldatow et al., 2013). Regarding culture architecture, efforts have been focused in better mimic the en vivo microenvironment, giving special attention to culture three-dimensionality either by taking advantage of cell self-assembling capacity or by using natural polymers. More complex systems, such as bioreactors, micropatterning techniques, or microfluidic devices can also be employed (Miranda et al., 2010 Bell et al., 2016 Knospel et al., 2016 Adiels et al., 2017). Those platforms should also allow acute toxicity studies and long-term assessment so that the exposure to a xenobiotic generates relevant responses (Jiang et al., 2019). Overall, the value of an in vitro model depends on how well it reproduces the key physiological characteristics of an en vivo sistema. However, the criteria for defining liver function maintenance in vitro are not consensual, ranging from focusing on the preservation of hepatocyte phase I and II enzyme functions to the inclusion of a broader spectrum of tissue characteristics involved in human liver toxicity, such as the incorporation of NPCs for mimicking cells’ crosstalk (Bale et al., 2014 Zeilinger et al., 2016 Langhans, 2018 Bell et al., 2020).

Some common evaluated features to compare hepatic cell-based in vitro culture systems’ value for toxicological applications include cell morphology, viability, and functional stability metabolic capacity preservation of hepatic-specific gene expression under long-term cultures and response to a panel of well-accepted reference drugs (e.g., paracetamol and valproic acid) capable of replicating human en vivo intrinsic DILI (Miranda et al., 2009, 2010 Leite et al., 2011 Mueller et al., 2011 Tostoes et al., 2011 Cipriano et al., 2017b Pinheiro et al., 2017 Vinken and Hengstler, 2018 Bell et al., 2020). Moreover, the generated data should be able to be correlated to clinical observations, reproducible, comparable among laboratories, and analyzed properly to support decision-making with a clear definition of the models’ applicability and limitations (Dash et al., 2009 Vinken and Hengstler, 2018 Albrecht et al., 2019).

Liver Cell-Based Versus Stem Cell-Based Models

Over the past decades, large efforts have been made to establish predictive in vitro liver test models. However, despite the number of reports available, a comprehensive and systematic comparison between cell culture systems adequate to objectively rank or select them for pharmacological and toxicological applications is still scarce.

Varios in vitro human-based models for the prediction of hepatotoxicity have been developed using a range of cell sources and endpoints. These include the use of liver slices, genetically engineered cells, human hepatoma cell lines (e.g., HepG2, THLE, and HepaRG cells), primary hepatocytes or stem cell (SC)-derived models (Gomez-Lechon et al., 2008 Asha and Vidyavathi, 2010 Sirenko et al., 2016 Gao and Liu, 2017 Pinheiro et al., 2017 Nudischer et al., 2020). Figure 2 summarizes the advantages and limitations of each cell source for in vitro testing, as well as their en vivo physiological relevance.

Figura 2. Summary of the advantages and limitations of commonly used cell sources for in vitro liver models. HLCs, hepatocyte-like cells hpHep, human primary hepatocytes NPCs, non-parenchymal cells.

Liver slices and isolated perfused livers, containing both parenchymal and NPCs, retain liver’s structure and thus maintain zone-specific enzymatic activity. However, within hours, the cell functionality decreases and necrosis takes place (Lerche-Langrand and Toutain, 2000 Boess et al., 2003 Haschek et al., 2009). It is associated with limited throughput and requires continuous animal experimentation and personnel expertise (Vernetti et al., 2017).

Alternatively, cell-based models are less complex and associated to higher throughput screening for the identification of hepatotoxic compounds. Primary hepatocytes, either obtained from human liver autopsies or biopsies or from animal livers, have been used for cytotoxicity, biotransformation, and PK studies (Vernetti et al., 2017). Human primary hepatocytes (hpHep), in particular, are considered the gold standard in human-relevant liver in vitro models for cytotoxicity and drug metabolism testing, retaining most of the native tissue’s functionality, namely phase I and phase II enzymes (Godoy et al., 2013 Zeilinger et al., 2016). However, both the limited availability of primary human cells and its suitability only for short-term studies under monolayer cultures are major disadvantages. Indeed, in 2D conditions, it is observed a progressive loss of the hepatic phenotype in a process called de-differentiation, which is a consequence of the disruption of cell�ll and cell-matrix connections (Zeilinger et al., 2016). Additionally, hpHep display inter-donor variability and thus the use of different cell batches to validate results is advised, covering several metabolic genetic polymorphism and phenotypes (Godoy et al., 2013 Zeilinger et al., 2016). On the other hand, rat primary hepatocytes (rpHep), despite being more easily available, present relevant interspecies differences (Sandker et al., 1994 Li et al., 2008 Ménochet et al., 2012 Shen et al., 2012).

Human hepatoma cell lines, such as HepG2 and HepaRG, have no limitations in terms of cell numbers and are easy to culture, but display poor phenotype and functional match to en vivo hepatocytes (Gerets et al., 2012). The use of these cell lines do not consider populational differences and may reflect characteristics that primary cells do not have, e.g., beingmore sensitive to compounds with anti-proliferative properties (Sirenko et al., 2016). HepG2 present low levels of CYPs and normal levels of phase II enzymes except for UGTs (Westerink and Schoonen, 2007a, b), which make them appropriate for testing the toxicity of the parent compound but less suited for metabolite toxicity testing. Instead, HepaRG cell line composed of a mixture of both hepatocyte-like and biliary-like cells, have been reported to maintain hepatic functions and expression of liver-specific genes comparable to hpHep without the inter-donor variability and functional instability issues (Guillouzo et al., 2007). Nevertheless, it should be noted that a cell characterization study at the mRNA/gene expression and CYP activity levels, by Gerets et al. (2012), revealed that although it is a suitable model for induction studies, these cells were not as indicative as hpHep for the prediction of human hepatotoxic drugs, being comparable to HepG2 cells. On the other hand, L󼮾rstedt et al. (2011) showed that HepaRG presented similar or even higher CYP2C9, CYP2D6, and CYP3A4 enzyme activity than that of hpHep, whereas Aninat et al. (2006) confirmed the presence of relevant UGT1A1 and GST activity levels. Still, high metabolic capacity in cell lines does not necessarily correlate with high sensitivity for the hepatotoxicity detection (Gerets et al., 2012). Thus, unfortunately, even the most promising and differentiated hepatoma cells do not constitute an ideal surrogate system for human hepatocytes for hepatotoxicity studies, as they do not reproduce the drug-metabolizing enzyme pattern of human hepatocytes. An alternative approach to overcome the limitations of hepatic cell lines is to genetically modify cells with vectors encoding for human CYP enzymes and other genes involved in xenobiotic metabolism (Coecke et al., 2001 Kanamori et al., 2003 Gomez-Lechon et al., 2008 Prakash et al., 2008 Godoy et al., 2013). However, the number of enzymes that can be satisfactorily transfected into cells is low and the metabolic profiles differ from those of primary hepatocytes (Frederick et al., 2011 Godoy et al., 2013).

To overcome the limitations of the above mentioned cell sources, SC-derived human hepatocyte-like cells (HLCs) have been suggested as a reliable alternative (Szkolnicka et al., 2014 Takayama et al., 2014 Freyer et al., 2016 Cipriano et al., 2017a, b, 2020 Figure 2). SCs represent normal primary cells with a mostly stable genotype than hepatoma cell lines. Moreover, compared to hpHep, present unlimited supply, can be maintained for long-term and may also represent a broad patient population (Godoy et al., 2013 Horvath et al., 2016). As such, stem or progenitor cells are an exciting prospect for drug metabolism studies and cell transplantation, providing that high levels of hepatocyte-like functions can be induced and tumorigenicity concerns are overcome. Many protocols have been developed for differentiating SCs into HLCs with different approaches, such as mimicking liver development through the sequential addition of growth factors and cytokines (Cai et al., 2007 Hay et al., 2008b Brolén et al., 2010), modulation of signaling pathways (Hay et al., 2008a) or by using epigenetic modifiers (Sharma et al., 2006 Dong et al., 2009 Norrman et al., 2013). Currently, most work has been developed using induced pluripotent SCs (iPSCs) isolated from adult tissues in an non-invasive way, with promising outcomes (Sauer et al., 2014 Sirenko et al., 2016 Yamashita et al., 2018 Pareja et al., 2020). An example is the work from Gao and Liu (2017), that revealed that iPSC-derived HLCs resembled hpHep more closely than most hepatoma cell lines in global gene expression profiles, specifically in the expression of genes involved in hepatotoxicity, drug-metabolizing enzymes, transporters, and nuclear receptors. Interestingly, Freyer et al. (2016) detected CYP1A2, CYP2B6, and CYP3A4 activities in iPSC-derived HLCs, but also at a lower level than in hpHep. Likewise, Takayama et al. (2014) showed that iPSC-derived HLCs retained donor-specific drug metabolism capacity and drug responsiveness, reflecting interindividual differences, but lower CYP1A2, CYP2C9, CYP2D6, and CYP3A4 activities when compared to the correspondent hpHep donors. Besides hepatocytes, efforts have also been made to generate NPCs from iPSCs, including cholangiocytes (Ogawa et al., 2015 Sampaziotis et al., 2015), Kupffer cells (Tasnim et al., 2019), LSECs (Koui et al., 2017), and hepatic stellate cells (Koui et al., 2017 Coll et al., 2018). Nevertheless, iPSC technology has some limitations related to the genomic instability and to residual iPSC-specific methylation patterns that links these cells to their tissue of origin, which ultimately may affect their final differentiation (Robinton and Daley, 2012). Still, iPSC-derived HLCs show powerful value not only for toxicology applications but also for disease modeling and personalized drug therapy.

Alternatively, adult liver SCs (LSCs) are a particularly interesting SC source. LSCs can be obtained from liver biopsies, propagated in vitro and differentiated into mature hepatocytes (Huch et al., 2015 Wang et al., 2015 Luo et al., 2018). LSCs are located in the epithelium of the canals of Hering and contribute to liver regeneration in response to an injury (Overi et al., 2018). LSCs are bipotent, being able to differentiate into hepatocytes or cholangiocytes. As such, these cells express SC (e.g., SRY-box transcription factor 9, Sox9), cholangiocyte (CK-19), and hepatocyte (CK-18) markers (Overi et al., 2018). The identification of populations of proliferating and self-renewing cells that can replace injured hepatocytes can be performed with lineage tracing approaches using Wnt-responsive genes such as Axin2 o Lgr5 (Huch et al., 2013 Wang et al., 2015).

Mesenchymal SCs (MSCs) including liver, bone-marrow, adipose, or umbilical cord tissue-derived MSCs have also been used for deriving human HLCs (Snykers et al., 2006, 2007 Banas et al., 2007 Kazemnejad et al., 2008 Okura et al., 2010 Yin et al., 2015 Fu et al., 2016 Yang et al., 2020). From those, human neonatal MSCs stand as a promising choice due to the non-invasive access and to its more primitive origin (Hass et al., 2011 Lee et al., 2012 Cipriano et al., 2017a Yu Y. B. et al., 2018. The first report using human neonatal umbilical cord tissue-derived MSCs (hnMSCs) was from Campard et al. (2008). Therein, hnMSCs were differentiated into HLCs with impressive results, i.e., presenting hepatic-specific markers, urea production, glycogen accumulation, and CYP3A4 activity. Afterward, other researchers also differentiated hnMSCs into HLCs exhibiting hepatic markers, urea and albumin (ALB) production. However, their biotransformation activity was not assessed (Zhang et al., 2009 Zhao et al., 2009 Zhou et al., 2014). More recently, Cipriano et al. (2017a) generated hnMSC-derived HLCs with more partial hepatic phenotype, sharing expression of gene groups with hpHep that was not observed between HepG2 and hnMSCs, as shown by genome-wide analysis (Cipriano et al., 2017a). Importantly, when resorting to the 3D culture technology, MSC-derived HLCs demonstrate an improvement in phase I biotransformation activity, urea and ALB production, as well as relevant diclofenac and nevirapine biotransformation capacity, which supports its potential usefulness for toxicological studies (Cipriano et al., 2017b, 2020). Nevertheless, despite the growing efforts made in this research field a complete mature hepatocyte phenotype of HLCs derived from MSCs has not yet been achieved. Perhaps liver MSCs may be the best choice, because they are originally committed to hepatic lineage, but an accurate comparison of hepatocytes derived from human liver MSCs and other sources must still be done (Kholodenko et al., 2019 Shi et al., 2020).

All these strategies are not deprived of challenges as they require specialized personnel and expensive culture medium supplementation, whereas a complete mature phenotype has not yet been achieved. The fetal HLC phenotype is still a challenge, revealing the need to further understand hepatic differentiation mechanisms and optimizing differentiation strategies (Raju et al., 2018 Raasch et al., 2019). Moreover, the use of diverse differentiation protocols across different laboratories hinders the robustness assessment of the use of HLCs for toxicology applications. To address this issue, some authors proposed a set of cellular markers and functional assays to control the quality of iPSC-derived cells, since these are the most common type of SCs used in vitro (Daston et al., 2015 Beken et al., 2016). Although the specific metrics to monitor cell characteristics may vary according to the differentiation protocol and cell line used, this guide provides an important reference for quality control of other types of SC-based models. For HLCs, the most important markers to be analyzed are CYP3A4, CYP2B6, CYP1A1/2, CYP2C9, CYP2C19, CYP2D6, alpha-fetoprotein (AFP), ALB, Sox17, C-X-C motif chemokine receptor 4 (CXCR4), hepatocyte growth factor (HGF), hepatocyte nuclear factor 4 alpha (HNF-4α), tyrosine aminotransferase (TAT), transthyretin (TTR) while functional assays include urea and ALB synthesis, glycogen uptake, fibrinogen secretion, ATP, and GSH levels, CYP3A activity in particular, phase II activities and drug transporter capacity (Beken et al., 2016). Nonetheless, due to overall unsatisfactory phenotype of the currently available cell sources, at least for some hepatic features, the improvement of the cell culture system has been explored as will be further described in the following sections.

Three-Dimensional Liver Systems

The major shortcoming of the currently available in vitro liver preparations lays on insufficient hepatocyte-like functions and metabolic competence. In fact, none of the hpHep-, HepG2-, or HepaRG-based 2D models are suitable to indicate the risk of hepatotoxicity for novel chemical entities unless PK data are incorporated in the study, supporting the need to employ more sophisticated technologies to increase prediction sensitivity (Sison-Young et al., 2017). Accordingly, recent reports emphasize a shift, by the industry, from 2D in vitro approaches to more complex 3D assays where multicellular microphysiological devices are being evaluated within a vision to replicate the characteristics and response of human tissues en vivo (Vivares et al., 2015).

Traditionally, 2D cultures are employed as in vitro models due to their ease of use to quickly screen large numbers of compounds. However, this culture approach negatively impacts cell expression profiles (Engler et al., 2006) and causes primary hepatocytes to rapidly lose their differentiation markers (Treyer and Müsch, 2013), compromising long-term and repeated dose studies. On the other hand, 3D cell culture systems have been shown to improve the biotransformation capacities in primary hepatocytes (Tibbitt and Anseth, 2009 Miranda et al., 2010 Mandenius et al., 2011 Mueller et al., 2011 Zeilinger et al., 2011 Schyschka et al., 2013), hepatoma cell lines (Fey and Wrzesinski, 2012 Molina-Jimenez et al., 2012 Wrzesinski et al., 2014) and SC-derived HLCs (Gieseck et al., 2014 Freyer et al., 2016 Cipriano et al., 2017b, 2020) over time in culture.

In general, as summarized in Figure 3 and Table 1, 3D cell culture systems are prone to high-throughput adaptation and scale up but vary in complexity and on remote monitoring of cell culture parameters. Three-dimensional systems can comprise extracellular matrix (ECM) sandwich cultures (Chatterjee et al., 2014 Deharde et al., 2016), spheroid and organoid cultures (Miranda et al., 2009 Leite et al., 2011, 2012 Tostoes et al., 2011 Wrzesinski et al., 2014 Huch et al., 2015 Bell et al., 2016 Peng et al., 2018 Ramli et al., 2020), cells adherent to a scaffold (Kazemnejad et al., 2008 Lin and Chang, 2008 Haycock, 2011), or more complex cellular systems such as hollow-fiber bioreactors (Darnell et al., 2011, 2012 L󼮾rstedt et al., 2011 Mueller et al., 2011 Zeilinger et al., 2011 Hoffmann et al., 2012 Cipriano et al., 2017b), bioartificial livers (Chan et al., 2004), multi-well perfused bioreactors (Domansky et al., 2010 Vivares et al., 2015 Aeby et al., 2018 Mannaerts et al., 2020), and more recently bioprinted systems (Lauschke et al., 2016 Goulart et al., 2019) and microfluidic platforms (MP) (Rennert et al., 2015 Ma C. et al., 2016 Bauer et al., 2017 Danoy et al., 2019).

Figura 3. Summary of the characteristics of complex 3D in vitro cell culture systems for hepatotoxicity studies. (A) Sandwich cultures (B) static spheroid cultures (C) dynamic spheroid cultures (D) bioreactors (MI) bioprinting (F) microfluidic platforms. PBPK, physiologically based pharmacokinetic modeling TD, toxicodynamics TK, toxicokinetics.


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