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¿Qué tan rápido responden los estomas a los cambios ambientales?

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¿Qué tan rápido responde la resistencia estomática a los cambios ambientales? Corríjame si me equivoco, pero supongo que la humedad atmosférica sería el factor de cambio más rápido (por ejemplo, tormenta de lluvia en un día seco o un cambio cálido que se avecina). Si la humedad relativa cambia de, digamos, 50% a 100%, ¿con qué rapidez se abrirán los estomas? ¿Y qué tan rápido en la dirección opuesta?


La velocidad de los estomas varía dependiendo de muchos factores, especialmente la anatomía, incluso dentro de las especies, pero especialmente entre especies.

La evidencia de varios estudios también ha sugerido que los estomas más pequeños responden más rápido que los estomas más grandes.

El artículo que acabo de citar (primer enlace a continuación) incluye una revisión larga de lo que se conoce actualmente y también una investigación original sobre el proceso. Incluye un capítulo extenso y muy detallado sobre la velocidad de los estomas, pero que en su mayoría carece de números fáciles de citar, excepto los horarios de cierre:

La apertura de los estomas responde más lentamente, típicamente con tiempos medios de 10 a 20 min, alcanzando un nuevo estado estable, (casi) cerrado después de 45 a 60 min.

Algunos números más claros provienen del segundo artículo que relaciono a continuación, sin embargo, esto es en respuesta a los cambios de luz, no a la humedad.

Incluye una tabla (tabla 1) sobre los retrasos medios de cierre y apertura de los estomas en cuatro grupos de plantas y plantas adaptadas a dos condiciones climáticas. En la mayoría de los grupos, el cierre es más lento, tarda aproximadamente un 50 por ciento más, con tiempos medios que varían entre 6 y 18 minutos. La apertura es más rápida en todos los grupos menos uno y tarda entre 4 y 30 minutos. En plantas adaptadas a condiciones climáticas secas, los estomas responden más rápidamente.

Fuentes:

Impacto del tamaño, la velocidad y la capacidad de respuesta de los estomas en la fotosíntesis y la eficiencia del uso del agua

Efectos de los retrasos estomáticos en la economía del intercambio de gases de las hojas bajo regímenes de luz intermitente


¿Qué tan rápido responden los estomas a los cambios ambientales? - biología

Un estomapl. estomas) es un poro microscópico en la superficie (epidermis) de las plantas terrestres. Está rodeado por un par de células epidérmicas especializadas llamadas células de guarda, que actúan como una válvula impulsada por la turgencia que abre y cierra los poros en respuesta a determinadas condiciones ambientales. La presencia de innumerables estomas es fundamental para el funcionamiento de la planta. Por lo general, la epidermis de la planta está sellada herméticamente por células de pavimento epidérmico entrelazadas recubiertas de cera, que protegen el cuerpo de la planta de la atmósfera seca y los rayos UV. Al mismo tiempo, las plantas deben poder respirar, o intercambiar dióxido de carbono y oxígeno, para la fotosíntesis y la respiración. Los estomas actúan como una puerta de entrada para el intercambio de gases y el movimiento de agua eficientes desde las raíces a través de la vasculatura hasta la atmósfera (Fig. 1). La transpiración a través de los estomas suministra agua y minerales a todo el sistema vegetal (Raven 2002) (Fig. 1). Cuando una planta se encuentra con condiciones ambientales adversas, como la sequía, una hormona vegetal llamada ácido abscísico hace que los estomas se cierren herméticamente para evitar que las plantas se deshidraten y se marchiten.

Fig. 1. Los estomas como interfaz de una planta y la atmósfera para el ciclo global del carbono y el agua. La fotografía fue tomada en la residencia de Keiko Torii en Seattle, WA. (copia a la derecha, SJWS, 2007)

75%) en cotiledones y hojas se genera mediante divisiones asimétricas satélites (Geisler et al. 2000).

Fig. 2. Desarrollo estomático en Arabidopsis
& copiar Kyoritsu Shuppan, 2006


Phylum Nemata

Nemata: Mononchida: Familias

Estoma estrecho, casi todo incrustado en la faringe ……………………………………………… 2

Estoma grande y ancho, solo 1/4 o menos incrustado en la faringe (Fig. 9.3 B) ………………………………… 4

Estoma moderadamente esclerotizado, sin diente ……………………………………………… 3

Estoma fuertemente esclerotizado con un diente grande en el lado ventrolateral ……………………………… Mononchulidae [pág. 178 ]

Estoma de cilindro largo, prodelfia femenina, cola alargada ………………………………………………………………………………………… Cryptonchidae, un género Cryptonchus

Estoma abierto anteriormente cola didelfo hembra corta, redondeada ……………………………………………………………………………………… Bathyodontidae, un género Batiodonto

Estoma ancho, aplanado en la base, base faríngea con 3 tuberculos …………… Anatonchidae [pág. 178 ]

Estoma ahusado en la base de la base faríngea sin tuberculos ……………………… Mononchidae [pág. 178 ]


Poros de las plantas: cómo el dióxido de carbono cambia los estomas

Los humanos cambian el mundo que los rodea. Desde granjas hasta fábricas, todo depende de nosotros. Pero que tal un nivel más profundo de cambio, sucediendo a las partes de posiblemente nuestros amigos más importantes en este planeta. Las plantas.

Todos los tipos de plantas tienen pequeños agujeros o poros en sus hojas llamados estomas. Cada estoma individual está unido por un par de células llamadas células de guarda (ver Figura 1), que ayudan a controlar la absorción y liberación de gases (lo más importante, dióxido de carbono (CO2) y vapor de agua) entre el interior de la hoja y la atmósfera (1). Este intercambio de gases, por así decirlo, está regulado por el número de estomas que se forman en la hoja (la densidad de los estomas) y por qué tan abiertos (la apertura) los poros de los estomas son mantenidos por las células de guarda. La densidad y la apertura de los estomas se ven influenciadas por condiciones ambientales como la intensidad de la luz y el CO2 concentración (1).

Figura 1: Imagen de microscopio de un estoma. El poro es visible en el centro de la imagen, mientras que las dos celdas de protección (aunque parecen una celda circular que rodea el poro) se pueden ver a ambos lados del poro (2).

CO2 concentración en la atmósfera es particularmente importante para las plantas modernas, ya que aunque el CO2 Los niveles han fluctuado considerablemente durante los últimos 400 millones de años (3), en los últimos 250 años han aumentado en casi un 40%, un aumento significativo a un ritmo rápido (4). Por lo tanto, las plantas han tenido que pasar de vivir en un nivel relativamente bajo de CO2 entornos para vivir en un CO más alto2 uno (3). CO experimental2 Se ha demostrado que los aumentos cambian la densidad estomática en diferentes cantidades en diferentes tipos de plantas, pero con un promedio de una reducción del 11% con una duplicación del CO2 concentración, independientemente de la densidad inicial de los estomas (1). Además, CO más alto de lo normal2 los niveles en la atmósfera dan como resultado el cierre de los poros de los estomas en las plantas (5).

Estos cambios generalmente conducen a una disminución (de entre el 21% y el 40% en algunos estudios (6)) en la cantidad de intercambio de gases entre la planta y la atmósfera (1) pero incluso esto tiene otras influencias que actúan sobre él. los respuesta al CO2 cambios se ha demostrado que es significativamente más fuerte en árboles más jóvenes, en árboles no perennes y en árboles que no tienen suficiente agua en comparación con aquellos que no tienen suficientes nutrientes (6). Sin embargo, esto parece verse afectado por el tiempo que las hojas están en niveles de CO más altos de lo normal.2 condiciones con algunas hojas que vuelven a una densidad estomática "normal" después de 2 años en un CO más alto2 medio ambiente (7).

Sin embargo, ¿qué le hace todo esto a la planta? En algunos casos ha habido un aumento en la tasa máxima de fotosíntesis (el proceso por el cual las plantas producen azúcar a partir de CO2 y agua) en estos niveles más altos de CO2 niveles (1). Sin embargo, otros estudios han demostrado que las plantas con las densidades estomáticas más altas obtuvieron la tasa de intercambio de gases y la tasa de fotosíntesis, al contrario de los resultados anteriores (8). Efectivamente, necesitamos que se realicen más experimentos para obtener una respuesta precisa. Lo que si sabemos es que estamos cambiando los estomas en las plantas, ya sea para bien o para mal, aún está por decidirse.


Discusiones y conclusiones

En este trabajo, hemos investigado experimental y teóricamente por qué no se produce el cierre estomático completo cuando las células de guarda se presentan con un estímulo combinado de ABA y etileno, una observación que se informó por primera vez en las Refs. [56, 58]. Como se muestra en la Figura 2, las vías de ambas hormonas se superponen fuertemente, con ROS desempeñando un papel importante. Nuestras mediciones del curso del tiempo de ROS y apertura durante 60 minutos en células de guarda bajo estímulos simples (ABA, etileno) y estímulos combinados (ABA más etileno) muestran que cuando ambas hormonas están presentes, ROS se eliminan rápidamente después de una explosión inicial de producción y el el proceso de cierre se invierte. Este es el primer informe de un cambio rápido y un cambio en el patrón de producción de ROS en las células de guarda dependiendo del tipo y número de estímulos de entrada.

Para comprender mejor el proceso de eliminación de ROS, hemos desarrollado un modelo ODE de transducción de señales que conduce al cierre de los estomas. Basado en los datos experimentales, nuestro modelo postula la existencia de dos mecanismos antioxidantes separados activos en las células de guarda. En primer lugar, un mecanismo antioxidante genérico operativo en respuesta a un único estímulo generador de ROS (ABA o etileno) que permite que ROS envíe señales aguas abajo y luego elimina ROS para controlar el estrés oxidativo en una escala de tiempo de alrededor de 2 horas. En segundo lugar, una respuesta antioxidante activa solo cuando ambas hormonas (ABA y etileno) están presentes simultáneamente, lo que no permite que la señal de ROS persista el tiempo suficiente para mantener el cierre, interrumpiendo así el proceso de cierre. Esta segunda respuesta ocurre en una escala de tiempo de alrededor de 10 minutos. La diferencia en las escalas de tiempo de cada una de las respuestas antioxidantes sugiere la posibilidad de que el mecanismo genérico "o" (AOX1) requiere una respuesta transcripcional, mientras que la respuesta "y" combinada (AOX2) no. Como se mencionó anteriormente, las células de guarda tienen una variedad de mecanismos antioxidantes, algunos de los cuales son enzimáticos, como la ascorbato peroxidasa, superóxido dismutasa (SOD) y catalasa (CAT), y otros son no enzimáticos, como el glutatión (GSH), el ascorbato ( ASC), tocoferol, flavonoides, carotenoides y NO [23, 24, 85-87]. Determinando la identidad de AOX1 y AOX2 y su mecanismo de acción preciso sigue siendo una tarea importante para comprender la respuesta estomática a múltiples estímulos.

Nuestro modelo también sugiere que el etileno podría tener más de una vía para producir NO y / o ser capaz de elevar los niveles de pH citosólico. En particular, una versión alternativa de nuestro modelo con un término modificado en la ecuación (5) para representar la alcalinización citosólica inducida por etileno (ver archivo adicional 1) es igualmente capaz de representar la dinámica de las células de guardia que se informa aquí. Simulaciones en modelos sin una ruta independiente de ROS del etileno al NO (es decir, simulaciones en modelos donde el NO se produce exclusivamente a través de ROS) y donde el etileno no tiene un efecto sobre el pH, no reproduzca la respuesta que informamos aquí. Similarmente con el activo IK,fuera canales: la alcalinización impulsada por ABA por sí sola no es suficiente para crear el flujo de iones hacia el exterior necesario para lograr el cierre de los estomas, cuando se agrega un término de NO a la ecuación (5), se logra el flujo de iones necesario para el cierre de los estomas. La relación entre NO y IK,fuera es poco probable que sea directo, aunque el NO puede bloquear IK,fuera por nitrosilación [41]. Mejora de IK,fueraEs más probable que la actividad del NO sea impulsada por la despolarización de la membrana en respuesta a la liberación de Ca 2+ o la alcalinización citosólica (Figura 2, consulte el archivo adicional 1). En estudios experimentales paralelos en curso en nuestro laboratorio, estamos descubriendo nuevas vías de señalización aguas abajo del etileno que parecen ser independientes de ROS, y estamos investigando componentes de la ruta del etileno más allá de ROS.

Nuestros resultados experimentales y de modelado apuntan a la acción de los antioxidantes como la causa de la reversión del cierre estomático bajo un tratamiento combinado de ABA / etileno. Aunque estos antioxidantes aún no se han identificado, hay componentes de la vía que se sabe que tienen actividad antioxidante, como el NO, que se ha demostrado que reacciona con el superóxido [77], mejora la tolerancia a la desecación [88] y nitrosila el NADPH- oxidasa [89]. Aunque las interacciones entre ABA, etileno, moléculas de señalización y antioxidantes son muy complejas, nuestro trabajo sugiere que la producción y eliminación de ROS está estrechamente relacionada con el cierre de los estomas en las células de guarda. Nuestros resultados también plantean la posibilidad de que el etileno pueda tener una forma independiente de ROS de producir NO y / o aumentar el pH citosólico, con efectos sobre el Ca 2+ y la polaridad de la membrana que deben aclararse.

También hemos considerado la posibilidad de una base bioquímica para la respuesta observada al estímulo compuesto. Siguiendo una pista de la Ref. [90] donde se encontró que AtrbohF tiene dos sitios de fosforilación, hemos explorado si un efecto alostérico puede ser responsable del déficit de ROS bajo un estímulo combinado. La idea es que AtrbohF podría activarse de forma independiente en diferentes sitios mediante tratamientos únicos de etileno y ABA (algo que no se ha establecido experimentalmente) que conducen a la producción de ROS y cierre, mientras que las señales simultáneas darían como resultado un AtrbohF doblemente fosforilado incapaz de producir ROS. Entonces, uno podría esperar observar un comportamiento similar al que se informa aquí. Hemos probado esta idea y hemos descubierto que, de hecho, no es capaz de reproducir la dinámica temporal de nuestras observaciones ROS en la Figura 3A (ver archivo adicional 1).

Nuestro modelo predice que un estímulo combinado de ABA y ACC por encima de un nivel crítico da como resultado la detención del proceso de cierre (Figuras 5, 6 y 7), una consecuencia de la imposibilidad de mantener la producción aumentada de ROS necesaria para un cierre exitoso debido al aumento actividad antioxidante. Experimentos adicionales han demostrado que el cierre de estomas ocurre para tratamientos combinados siempre que las dosis sean lo suficientemente bajas (Figura 7B), aunque la respuesta a dosis más fuertes sugiere un mantenimiento del estado de apertura. Cabe señalar que en nuestro modelo no se incluye una descripción detallada de la dinámica del receptor de etileno / ABA, ya que no hay datos claros disponibles para todos los receptores (esto es especialmente cierto para los receptores de etileno en las células de guarda). El trabajo futuro se concentrará en establecer la identidad de los antioxidantes activos durante el cierre de los estomas y comprender los eventos de señalización posteriores a ROS. Las observaciones experimentales más detalladas serán fundamentales en la próxima iteración en el desarrollo de modelos mejorados con mayor poder predictivo.

Además, será necesario realizar más investigaciones para determinar si las concentraciones fisiológicas de ABA y etileno presentes durante los estímulos ambientales, como el desafío bacteriano o la alta humedad que hacen que los estomas se abran [91, 92], se encuentran dentro de los rangos probados experimentalmente en nuestro trabajo. . En el entorno natural, las plantas se enfrentan a amenazas de múltiples estímulos. Sin embargo, los estímulos individuales se estudian con mayor frecuencia en condiciones de laboratorio. Esto se debe en parte a la complejidad y variabilidad de las respuestas que se derivan de la exposición a múltiples tensiones. Usando células de guarda como un sistema modelo, hemos considerado mecanismos para una salida no trivial bajo una combinación de estímulos. Este estudio es un primer paso hacia la cuantificación de un proceso fisiológico fundamental en las plantas, que es esencial para el crecimiento y desarrollo.


Estomas de crecimiento en cámara de crecimiento Vicia faba tener una mayor sensibilidad al CO2 *

Este trabajo fue apoyado por DOE # 90ER20011 y # 93ER6l688. anil NSF #DCB 8904254.

Laboratorio de Bioenergética. Universidad de Ginebra, Jussy / Lullier, CH 1254, Ginebra. Suiza.

ABSTRACTO

Estomas abaxiales de Vicia faba las hojas cultivadas en una cámara de crecimiento bajo luz, temperatura y humedad constantes mostraron un patrón elaborado de cambios de apertura en el transcurso de un ciclo de luz. Estos cambios de apertura se correlacionaron estrechamente con los cambios en el CO de la cámara2 concentración (r 2 = 0,83). Cambios en la cámara [CO2] resultó, a su vez, de fluctuaciones diarias sustanciales en el ambiente [CO2], típico del ambiente de Los Ángeles con un desplazamiento constante causado por la fotosíntesis y la respiración de las plantas dentro de la cámara. El papel dominante de la respuesta estomática al CO2 en el control de la apertura se confirmó mediante la manipulación de la cámara [CO2]. Rápido (15 min) aumenta y disminuye en [CO2] provocó rápidos aumentos y disminuciones en la apertura, mientras que | CO constante2] resultó en una apertura constante. Por el contrario, los cambios de apertura en plantas comparables cultivadas en condiciones de invernadero se correlacionaron estrechamente con los cambios en la radiación solar incidente (r2= 0,80), y está pobremente correlacionado con cambios en [CO2] (r2= 0,09). Las plantas cultivadas en invernadero transferidas a las condiciones de la cámara de crecimiento no mostraron una respuesta aparente al CO2. Estos datos indican que V, crecido en la cámara de crecimiento, faba Las hojas proporcionan un sistema experimental perfectamente adecuado para el estudio de la respuesta estomática al CO2y sugieren que la aclimatación a las condiciones ambientales altera la sensibilidad de los estomas al CO2.


¿Cómo se abren y cierran los estomas?

Lea, más sobre esto aquí. Además de esto, ¿qué hace que los estomas se abran y se cierren?

La apertura y cierre de estomas se rige por aumentos o disminuciones de solutos en las células de guarda, que porque que absorban o pierdan agua, respectivamente. En general, estomas abiertos de día y cerrar por la noche. Durante el día, estomas cerca si las hojas experimentan una falta de agua, como durante una sequía.

Además de arriba, ¿cómo se abren y cierran los estomas Clase 10? Células de guardia juegan un papel importante en abrir y cerrar de estomas. Y cuando el celdas de guardia pierden agua, lo que hace que las células para volverse flácido, lo que resulta en la apertura estomática para cerrar. Las tasas de transpiración aumentan cuando los estomas están abiertos, y disminuye cuando es cerrado.

De manera similar, ¿cómo se abren y cierran las celdas de protección?

Células de guardia son capaces de controlar cómo abierto o cerrado los estomas cambian de forma. Son como un juego de puertas inflables que hacen que el apertura entre los dos células más ancho o más estrecho. los celdas de guardia cambiar de forma dependiendo de la cantidad de iones de potasio y agua presentes en el células ellos mismos.

los estomas controlar el intercambio de gases en la hoja. Cada estoma puede ser abierto o cerrado, dependiendo de lo turgentes que sean sus células de guarda. A la luz, las células de protección absorben agua por ósmosis, se vuelven turgentes y el el estoma se abre. En la oscuridad, las células de guarda pierden agua, se vuelven flácidas y el estoma cierra.


MATERIALES Y MÉTODOS

Se realizaron observaciones de microscopía electrónica en una variedad de especies de hornwort recién recolectadas: Anthoceros punctatus L. [Reino Unido] Dendroceros javanicus (Nees) Nees [Malasia peninsular] Folioceros fuciformis (Mont.) D.C. [Bharadwaj] Notothylas levieri Schiffn. Ex Steph. [India] Phaeoceros carolinianus (Michx.) Prosk. [ESTADOS UNIDOS] PAG. Laevis (L.) Prosk. [Wakehurst Place, Sussex, Reino Unido] y Phaeomegaceros fimbriatus (Gottsche) Duff et al. [Panamá]. Los especímenes de cupones se encuentran en el herbario del Museo de Historia Natural de Londres.

Para todos los tratamientos experimentales para medir las respuestas estomáticas a señales ambientales y exógenas (ABA exógeno, desecación y oscuridad), usamos plantas de Reino Unido recolectadas en el medio silvestre de A. punctatus y P. laevis. También usamos las mismas plantas para estudiar los efectos de la pérdida de presión de turgencia en GCs de hornwort plasmolizándolos en 1.0 m de sacarosa. Dado que la plasmólisis en las plantas de semillas da como resultado el cierre de los estomas debido a la pérdida de turgencia en los GC, las aberturas abiertas después de la plasmólisis en los estomas de hornwort serían indicativas de mantenimiento mecánico de los poros abiertos simplemente a través de las propiedades de la pared celular.

Los experimentos con las plantas silvestres se llevaron a cabo durante un período de 1 & # x020133 d después de la recolección, es decir, tan rápido como fue posible para registrar el gran número de aberturas necesarias. Durante este tiempo, las plantas se mantuvieron en sus sustratos nativos pobres en nutrientes en una cabina de crecimiento con una irradiancia constante de 100 & # x003bcmol m & # x020132 s & # x020131 a 18 & # x000b0C. Usamos iluminación constante para compensar las irradiancias más altas experimentadas por las plantas en la naturaleza (típicamente hasta 600 & # x02013900 & # x003bcmol m & # x020132 s & # x020131).

Además de controles rigurosos de hornwort y, como un control adicional de nuestros procedimientos, durante nuestros experimentos de hornwort también observamos los efectos de ABA y sacarosa sobre las angiospermas (arabidopsis, Lactuca y Hedera) guardados en los mismos armarios de crecimiento. A diferencia de las hornworts, sus estomas se cerraron por completo.

Debido a que los estomas de hornwort se abren en los involucrales o justo por encima (Pressel et al., 2014) y los estomas de musgo se consideran sensibles a los estímulos solo unos pocos días después de la formación de los poros (Chater et al., 2011 Merced y Renzaglia, 2014), además de la reciente demostración de que las aberturas se fijan y se abren en las partes más viejas de los esporofitos (Renzaglia et al., 2017), restringimos las observaciones a los estomas en el primer cm de los esporofitos por encima de los involucres. Como precaución adicional para minimizar el riesgo de medir posibles estomas moribundos o muertos, seleccionamos esporofitos de al menos 3 cm de largo con el cambio de color de las esporas en desarrollo a amarillo o negro en Phaeoceros y Anthoceros, respectivamente, normalmente & # x0003e2,5 cm por encima de los involucres. Para los tratamientos ABA y desecación, se tomaron medidas de diez esporofitos para la oscuridad y plasmólisis, se tomaron de cinco esporofitos.

Los esporofitos se escindieron del nivel de talos subyacente con las bases de los involucres y se cortaron longitudinalmente en ángulo recto con las ranuras de dehiscencia. Se montaron las dos mitades en agua, con la epidermis hacia arriba, y se tomaron imágenes digitales de todos los estomas utilizando un microscopio Zeiss Axioscop 2 equipado con una cámara digital AxioCam MRc. Las dimensiones de apertura (ancho, largo y área de superficie & # x02013 calculadas con la ecuación de una elipse) se midieron utilizando el software asociado Axiovision. Para el tratamiento de desecación, se montaron esporofitos en aceite de inmersión para evitar la rehidratación. También se montaron esporofitos de control (hidratados) en aceite de inmersión para discernir cualquier posible efecto del aceite sobre las dimensiones de la abertura. No hubo evidencia de que ninguna de nuestras manipulaciones condujera a la muerte de los GC, ya que los esporofitos plasmolizados en sacarosa se recuperaron rápidamente cuando se colocaron en agua.

Para el tratamiento de ABA exógeno, seguimos el protocolo de Hartung (1983) y Hartung et al. (1987). Los esporofitos intactos y otros seccionados longitudinalmente para optimizar la absorción se expusieron a un rango de concentraciones de ABA (100, 10 y 1 & # x000b5 m), disueltos en agua (sin tampón) o en un medio que contenía 10 mm de KCl en 10 mm MES / NaOH (amortiguado) (Hartung et al., 1987) durante 1, 2, 4 y 24 h en el armario de ambiente controlado. Para el tratamiento tamponado, se colocaron esporofitos en el medio durante 1 h antes de la adición de ABA según Hartung. et al. (1987). Los tratamientos de control se mantuvieron en agua o en el mismo medio durante los períodos de tiempo correspondientes. Los tratamientos con ABA tamponado y no tamponado, para esporofitos intactos o seccionados, e independientemente de la concentración de ABA utilizada y la duración de la exposición, dieron resultados similares. Por lo tanto, aquí informamos solo los resultados para los esporofitos intactos en 100 & # x000b5 m sin tampón después de 4 h de exposición. Se repitieron los mismos tratamientos con ABA utilizando hojas de Lactuca sativa L, Arabidopsis thaliana (L.) Heyn. y Hedera helix L. como controles de plantas vasculares.

Para el tratamiento de desecación, los talos que contienen esporofitos se dejaron secar en condiciones naturales & # x02013 después de aprox. 72 h, los talos secos que contenían esporofitos flácidos habían perdido & # x0003e50% de su agua original (Fig. 1D) y se utilizaron para obtener imágenes y mediciones de apertura.

Micrografías electrónicas de crioescaneo (A & # x02013G, K) y transmisión (H & # x02013J) de Anthoceros punctatus (A & # x02013F), Phaeoceros laevis (G, J, K), Phaeomegaceros fimbriatus (Mano Folioceros fuciformis (I). (A) Porción de esporofito justo encima del involucro con estomas jóvenes en la parte inferior (flecha) y estomas con aberturas completamente abiertas arriba. (B) Estoma cerrado con paredes lisas. (C) Estoma completamente abierto. (D) Estomas abiertos en un esporofito deshidratado. (E) Estoma en la pared de un esporofito mucho más allá del punto de dehiscencia. (F) Esporofito crio-fracturado con una mezcla de espacios intercelulares llenos de líquido (*) y gas (flechas). Tenga en cuenta el líquido que invierte las esporas y elateres en desarrollo. (G) Por encima del nivel donde se abren los estomas, el líquido se reemplaza por aire, y el líquido se seca hasta formar una capa delgada que recubre las uniones celulares (flechas). (H, I) El líquido también es visible por TEM: (H) espacio intercelular lleno de líquido (*) y (I) líquido seco a lo largo de las uniones celulares en el tejido asimilatorio (flecha). (J) En la sección a través de las células de protección de los estomas, observe las paredes internas y externas engrosadas de las células de protección (G), el plastidio grande lleno de almidón y el líquido seco en las esquinas de los espacios intercelulares (flechas). (K) Un estoma abierto después de la molienda de iones. Barras de escala: (A, D) 500 & # x000b5m (F) 100 & # x000b5m (B, C, E, J, K) 20 & # x000b5m (H, I) 10 & # x000b5m.

Se estudiaron los posibles efectos de la oscuridad sobre las dimensiones de la abertura en esporofitos mantenidos en la oscuridad durante 15 & # x0201324 h, y se tomaron medidas inmediatamente, dentro de los 5 min de montarlos. Si bien la exposición a la oscuridad fue más prolongada que la experimentada por las plantas en condiciones naturales, el tiempo adicional refleja las limitaciones de tiempo experimental y el hecho de que tuvimos que registrar una gran cantidad de estomas. La plasmólisis de esporofitos se produjo mediante la inmersión de esporofitos intactos en 1,0 m de sacarosa durante 15 min y se comparó con las hojas de una variedad de plantas vasculares tratadas de manera idéntica (L. sativa, Osmunda regalis Tierra Scolopendrium vulgare Sm.).

El protocolo de microscopía electrónica de transmisión (TEM) sigue a Ligrone y Renzaglia (1990), y el protocolo de microscopía electrónica de barrido criogénico (crio-SEM) sigue a Duckett et al. (2009). Para las comparaciones sobre la ontogenia del espacio intercelular en hornworts, usamos representantes de todos los principales linajes de traqueofitas: Selago de la huperzia (L.) Bernh. ex Schrank & # x00026 Mart. (licófito), Scolopendrium vulgare (monilófito), Ginkgo biloba L., Podocarpus nivalis Gancho., Pinus mugo Turra (gimnospermas) y H. hélice (angiosperma).

Se obtuvieron espectros de rayos X de elementos para ambos GC de al menos cinco estomas más células epidérmicas adyacentes de lo siguiente: (1) estomas dentro de involucres (2) estomas expuestos debajo y (3) arriba del punto de dehiscencia (4) estomas expuestos en plantas que se habían dejado secar durante 72 h (5) estomas expuestos en plantas mantenidas en la oscuridad durante 15 & # x0201324 h (estas se expusieron a la luz durante solo 5 min, el tiempo entre el montaje de las muestras y la congelación) y (6) plantas tratadas con 1, 10 o 100 & # x000b5 m ABA durante 1 & # x0201324 h. Las células epidérmicas del talo proporcionaron controles para las concentraciones de potasio en las células somáticas. Los espectros se obtuvieron de hoyos en las células producidos por molienda de iones y directamente de la luz de las células fracturadas. Dado que ambos procedimientos produjeron resultados muy similares, estos no se separan en la Tabla 1.

Tabla 1.

Medias de 8 & # x020139 lecturas del porcentaje de masa de potasio del microanálisis de rayos X

EspeciesInvolucro interiorExpuestoTerribleDesecadoOscuro4 h de 100 & # x000b5 m ABA
Phaeoceros laevis
& # x02003Células de protección2.1 & # x000b1 0.180,9 & # x000b1 0,073.8 & # x000b1 0.421.6 & # x000b1 0.122.4 & # x000b1 0.162,4 & # x000b1 0,20
& # x02003 Condición estomáticaCerradoAbiertoAbiertoAbiertoAbiertoAbierto
& # x02003Epidermis1.7 & # x000b1 0.121.3 & # x000b1 0.103.9 & # x000b1 0.311,5 & # x000b1 0,092.1 & # x000b1 0.182.0 & # x000b1 0.21
Relación de K en las células de guarda con el de las células epidérmicas1.240.690.971.061.141.2
& # x02003 Célula de protección K en relación con la epidermisMás altoMás bajoMismoMismoMás altoMismo
& # x02003 Control de talo0,98 & # x000b1 0,07
Anthoceros punctatus
& # x02003Células de protección1,2 & # x000b1 0,060,9 & # x000b1 0,051.3 & # x000b1 0.051.1 & # x000b1 0.061.0 & # x000b1 0.046.0 & # x000b1 0.82
& # x02003 Condición estomáticaCerradoAbiertoAbiertoAbiertoAbiertoAbierto
& # x02003Epidermis1.0 & # x000b1 0.021.1 & # x000b1 0.021.3 & # x000b1 0.041,2 & # x000b1 0,040,6 & # x000b1 0,035,8 & # x000b1 0,74
Relación de K en las células de guarda con el de las células epidérmicas1.20.821.00.921.671.03
& # x02003 Célula de protección K en relación con la epidermisMás altoMás bajoMismoMismoMás altoMismo
Arabidopsis * Turgente Marchito
& # x02003Células de protección 3.36 & # x000b1 0.36 1,56 & # x000b1 0,12
& # x02003 Condición estomáticaAbierto Cerrado
& # x02003Epidermis 3,24 & # x000b1 0,45 3,91 y # x000b1 0,64
& # x02003 Relación de las células guardianes K a las células epidérmicas 1.04 0.40
Relación de K en las células de guarda con el de las células epidérmicas Mismo Más bajo

Para la comparación con los hornworts, se obtuvieron conjuntos de espectros de elementos de cinco estomas abiertos y células epidérmicas adyacentes inmediatamente después de la eliminación de hojas de plantas de arabidopsis bien regadas. Otras hojas desprendidas se dejaron secar en el laboratorio y se recogieron cinco conjuntos más de espectros tan pronto como se cerraron los estomas (después de aproximadamente 1 hora y una pérdida de agua del 10%).

Análisis estadístico

Porque en nuestros experimentos partimos de la proposición de que los tratamientos experimentales no tienen efecto en comparación con los controles (valor de referencia) y dado que & # x02018la ausencia de evidencia no es evidencia de ausencia & # x02019, aquí tomamos un enfoque diferente de los análisis estadísticos habituales. , p.ej Estudiante & # x02019s t-pruebas, para evitar usar la prueba de significación de hipótesis nula (NHST) y sus defectos bien conocidos, incluyendo dar solo un resultado binario.

En su lugar, definimos una zona de indiferencia (ZoI) a cada lado del valor de referencia y graficamos (T & # x02013 R)/R, y su intervalo de confianza del 95% (IC95) dónde R es la media de referencia, y T la media del tratamiento. Esta parcela (ver Fig.5) tiene una central y-valor del eje de 0, con las líneas ZoI simétricas arriba y abajo establecidas en 0.1 y 0.2, porque juzgamos que una diferencia de hasta & # x000b110% del control indica un pequeño efecto del tratamiento que sugerimos es, en las circunstancias, de poca importancia biológica ya que correspondería a un cambio en el ancho de apertura de menos de aproximadamente 1 y 2 & # x000b5m contra una media de aproximadamente 8 & # x0201316 & # x000b5m para Anthoceros y Phaeoceros, respectivamente (véanse las figuras 4 y & # x200B y 5). 5). Sugerimos que una diferencia del 20% (ZoI & # x000b1 0,2) es, de nuevo, dadas las circunstancias, de alguna pero pequeña importancia biológica.

Diagramas de caja de medidas (ancho, largo y superficie) en Anthoceros punctatus (A) y Phaeoceros laevis (B) en los tratamientos experimentales y controles correspondientes. La barra central es la mediana; el cuadro define el rango intercuartílico (IQR) con guiones & # x02018whiskers & # x02019 extienden 1.5 IQR más allá del cuadro más allá de que las medidas individuales son círculos. Las dos líneas horizontales paralelas cerca de la mediana definen los límites de confianza del 95% en la media. A la izquierda están los controles que se mantuvieron húmedos y a la derecha están los tratamientos experimentales: ABA, 100 & # x003bc m durante 4 h DES, DRK desecado, en la oscuridad durante 15 & # x0201324 h PLA, OIL plasmolizado, mediciones realizadas bajo petróleo (Anthoceros solo) DCS, células epidérmicas no estomáticas desecadas (Anthoceros solo anchos de celda solamente). Los elementos que faltan se muestran con un asterisco.

Anthoceros punctatus (A) y Phaeoceros laevis (B). El intervalo de confianza del 95% (IC95) de las diferencias en las medias del tratamiento & # x02018experimental & # x02019 y el & # x02018control & # x02019, expresadas como una proporción de la media de & # x02018control & # x02019, es decir (X & # x02013 C)/C. Esta medida estandarizada permite comparar diferentes medidas. Los & # x02018controls & # x02019 se mantuvieron húmedos y a la luz. Tratamientos: ABA, 100 & # x003bc m durante 4 h DES, DRK desecado, en la oscuridad durante 15 & # x0201324 h PLA, ACEITE plasmolizado, mediciones realizadas bajo aceite (Anthoceros solo) DCS, células epidérmicas no estomáticas desecadas (Anthoceros solo anchos de celda solamente). Los elementos que faltan se muestran con un asterisco.


Abstracto

Los patógenos humanos pueden internalizarse y persistir dentro de las plantas de cultivo, lo que lleva a brotes y enfermedades transmitidos por los alimentos. Las bacterias patógenas pueden utilizar aberturas naturales en la superficie de la planta, como el poro estomático, para penetrar en el interior de la hoja y colonizar el espacio intercelular. Una vez internalizados, estos patógenos a menudo escapan a los procedimientos de saneamiento actuales que son en su mayoría eficientes para limpiar la superficie de la planta. Las plantas han desarrollado un mecanismo para percibir rápidamente la presencia de bacterias y cerrar el poro del estoma, lo que potencialmente reduce la contaminación de las hojas. In this study, we assessed the ability of several fresh leafy greens in mounting stomatal immunity against Escherichia coli O157: H7 y Salmonella enterica serovar Typhimurium (STm) SL1344 and determined the influence of environmental conditions (light, temperature, and humidity) on the effectiveness of the stomatal response and bacterial persistence in the leaf. We observed that, independent of the air relative humidity (RH), E. coli O157:H7 induces stomata closure in Butter Lettuce, Romaine, Basil, Spinach, and Cilantro when compared to the water control. However, STm SL1344 induces a variable stomatal response in different plant species and environmental conditions. Furthermore, endophytic STm 1344 population increases with high RH independently of other environmental conditions, whereas O157:H7 population size significantly increases in Romaine and Spinach only under post-harvest conditions. The phenotypic variability observed among the various STm-plant interactions provides opportunities to discovering the underlying genetic basis of both the plant and the pathogen, as well as to proposing additional plant-specific control measure to reduce pathogen load on/in leafy greens.


Up-regulation of NCED3 and ABA biosynthesis occur within minutes of a decrease in leaf turgor but AHK1 is not required

A major environmental signal influencing day-time stomatal aperture is the vapour pressure deficit between the leaf and atmosphere (VPD). In angiosperms, increased VPD triggers biosynthesis of abscisic acid (ABA), prompting rapid stomatal closure. Altered cell turgor has been proposed as the trigger for ABA biosynthesis, but the timing and nature of the genetic signals linking these processes have remained uncertain. We investigated this in Arabidopsis by examining changes induced by a decrease in leaf turgor, simulating a natural increase in VPD. We found that the rate-limiting gene within the de novo ABA biosynthesis pathway, 9-cis-epoxycarotenoid dioxygenase 3 (NCED3), was induced and ABA levels increased within just 5 min of decreased leaf turgor. This rapid induction matches the time-frame for initiation of stomatal closure in response to a doubling in VPD. We further examined Arabidopsis histidine kinase1 (AHK1) as the most likely candidate for the turgor-sensing receptor involved, but found no significant difference between wild-type and an ahk1 null mutant in the induction of ABA-biosynthetic genes, ABA production, or stomatal behaviour. We show that decreased leaf turgor triggers de novo ABA biosynthesis within the time-frame of the stomatal response to VPD, but that AHK1 does not fulfil a critical role as a turgor-sensing receptor within this pathway.

Palabras clave: ABA AHK1 NCED VPD leaf turgor stomata turgor sensor.

© The Author 2017. Published by Oxford University Press on behalf of the Society for Experimental Biology.

Cifras

Loss of AHK1 function does…

Loss of AHK1 function does not affect the expression of ABA biosynthesis genes…

A proposed mechanistic model for…

A proposed mechanistic model for ABA-mediated stomatal closure in response to increased VPD…


Ver el vídeo: 8- Que es un estoma (Agosto 2022).