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¿Qué tan rápido gira el rotor en la ATP sintasa?

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Estoy seguro de que la frecuencia exacta varía, pero ¿alguien sabe aproximadamente cuántas revoluciones por minuto / segundo hace la parte central giratoria?


De acuerdo con "Resolución de distintos subpasos rotacionales mediante análisis cinético de submilisegundos de F1-ATPasa" (Yasuda et al., Naturaleza, 2001), la ATPasa gira a 130 revoluciones por segundo cuando está saturada con ATP.


Las velocidades de rotación a diversas concentraciones de ATP obedecieron a la curva definida por una K m de ≈30 μM y una V máx. De ≈350 revoluciones por segundo (21 000 revoluciones por minuto) a 37 ° C.

Algunos valores reportados de actividades de ATPasa muy altas predecirían rotaciones de las mitocondrias bovinas F1 (≈310 rps) (37), mitocondrial de levadura F1 (≈280 rps) (38) y E. coli FoF1 (≈300 rps) (39) . En muchos artículos también se informaron actividades de ATPasa mucho más bajas correspondientes a 10 ≈ 100 rps. Sin embargo, si una fracción significativa de moléculas en la solución a granel se encuentra en el estado inhibido por ADP-Mg u otros estados inactivos, como en el caso de FoF1 termófilo, la actividad de ATPasa real específica para las enzimas de trabajo debería ser mayor y las tasas de rotación puede ser mucho más rápido. Es intrigante saber si estas rápidas rotaciones realmente ocurren en células vivas.

Estos son extractos de:

Ueno, H., Suzuki, T., Kinosita, K. y Yoshida, M. (2005). Rotación escalonada impulsada por ATP de FoF1-ATP sintasa. Actas de la Academia Nacional de Ciencias, 102 (5), 1333-1338. .


ATP sintasa en la fotosíntesis

La ATP sintasa es una transmembrana complejo enzimático, que cataliza la generación de ATP a través de la condensación de ADP más Pi. Su función principal es producir alta energía. ATP molécula. La ATP sintasa provoca la formación de ATP en el momento de fotosíntesis de reacción a la luz.

Su funcionamiento depende del gradiente de protones creado en el lumen tilacoide, que ayuda a las moléculas de protones a descender por la membrana tilacoide de la célula vegetal hacia el estroma del cloroplasto. El proceso de síntesis de ATP durante la respiración celular se empareja simultáneamente con un gradiente electroquímico formado por la diferencia en la concentración de protones (H +).

La ATP sintasa procariota solo se restringe al membrana de plasma, mientras que las ATP sintasas eucariotas están restringidas a la orgánulos celulares internos (como mitocondrias y cloroplastos). En este artículo, nos centraremos principalmente en la estructura, el papel individual de los componentes estructurales y el mecanismo de la ATP sintasa.

Contenido: ATP sintasa en la fotosíntesis


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ATP sintasa: un motor molecular

La ATP sintasa es un enorme complejo molecular (& gt500,000 daltons) incrustado en la membrana interna de las mitocondrias. Su función es convertir la energía de los protones (H +) que descienden por su gradiente de concentración en la síntesis de ATP. De 3 a 4 protones moviéndose a través de esta máquina es suficiente para convertir una molécula de ADP y PI (fosfato inorgánico) en una molécula de ATP. Un complejo de ATP sintasa puede generar & gt100 moléculas de ATP por segundo.

La ATP sintasa se puede separar en 2 partes:

  • Fo - la porción incrustada en la membrana mitocondrial interna y
  • F1-ATPase & mdash la porción que se proyecta en la matriz de la mitocondria.

Cuando la F1-ATPasa se aísla in vitro, cataliza la hidrólisis de ATP a ADP y PI (por eso se llama F1-ATPase). Mientras lo hace, la parte central de Fo unido al tallo gira rápidamente en sentido antihorario (visto desde arriba).

En la mitocondria intacta, los protones que se han acumulado en el espacio intermembrana ingresan al Fo complejo y salir de él a la matriz. La energía que ceden mientras viajan por su gradiente de concentración rota Fo y su tallo (en

6000 rpm) en el sentido de las agujas del reloj. Al hacerlo, induce cambios conformacionales repetidos en las proteínas de la cabeza que les permiten convertir ADP y PI en ATP. (En la figura, dos de los tres dímeros que forman las proteínas de la cabeza se han apartado para revelar el tallo insertado en su centro).

  • de la hidrólisis de ATP en el caso in vitro y
  • el flujo de protones por su gradiente de concentración en la mitocondria intacta

Pero se puede hacer que este extraordinario dispositivo haga lo contrario, convirtiendo la energía mecánica (girar el motor) en energía química.

Un grupo de científicos japoneses interesados ​​en nano-máquinas han logrado unir perlas magnéticas a los tallos de la F1-ATPasa aislada in vitro.

Luego, utilizando un campo magnético giratorio, pudieron hacer girar los tallos. Cuando se gira en el sentido de las agujas del reloj, la F1-ATPasa sintetizó ATP a partir de ADP y PI en el medio circundante y mdash a una velocidad de aproximadamente 5 moléculas por segundo. (Al rotar los tallos en el sentido contrario a las agujas del reloj, o al no rotarlos en absoluto, el ATP se hidrolizó en ADP y PI.)

Su logro fue informado en Itoh, H., et al., Naturaleza, 29 de enero de 2004.


¿Qué tan rápido gira el rotor en la ATP sintasa? - biología

Esta lista de preguntas frecuentes (FAQ) sobre la ATP sintasa está escrita con el supuesto de que el lector tiene algunos conocimientos previos en bioquímica, enzimología y química física.
Este NO es un artículo de revisión o algo por el estilo, no hay referencias ni créditos, ni una descripción detallada de los experimentos que subyacen a cada información. Si está interesado en obtener más detalles, simplemente escríbame un correo electrónico (feniouk [at] atpsynthase.info) y estaré encantado de discutir cualquiera de las preguntas a continuación.
La lectura recomendada se agrega para algunas secciones bajo "" -sign.

Tabla de contenidos

Nombre correcto

Según la nomenclatura enzimática de IUBMB, la enzima se denomina "ATP fosfohidrolasa (que transporta H +)". Sin embargo, el nombre "ATP sintasa" refleja la función principal de la enzima de manera más clara y hoy en día está más extendida.
El otro nombre que se usaba comúnmente en el pasado es "H + -ATPase ", a veces una" F más precisaOF1 H + -ATPase ". Después del descubrimiento de muchos otros tipos de bombas de protones impulsadas por ATP, estos nombres antiguos se utilizan menos.
Los otros nombres que se utilizaron para la ATP sintasa son:

Papel fisiológico de la ATP sintasa

Para abreviar la historia, la función principal de la ATP sintasa en la mayoría de los organismos es la síntesis de ATP. De ahí el nombre. Sin embargo, en algunos casos es más importante la reacción inversa, es decir, el bombeo de protones transmembrana impulsado por hidrólisis de ATP. Un ejemplo típico: las bacterias anaeróbicas producen ATP por fermentación, y la ATP sintasa usa ATP para generar la fuerza protonmotriz necesaria para el transporte de iones y la motilidad de los flagelos.
Muchas bacterias pueden vivir tanto de la fermentación como de la respiración o la fotosíntesis. En tal caso, la ATP sintasa funciona en ambos sentidos.
Un tema importante es controlar la actividad de bombeo de protones impulsada por ATP de la ATP sintasa para evitar la hidrólisis de ATP derrochadora en condiciones en las que no se puede generar fuerza protonmotriz (por ejemplo, membrana dañada con fugas, desacoplador presente, etc.). En tal caso, la hidrólisis de ATP se convierte en un problema, porque puede eliminar rápidamente la reserva de ATP intecelular. Para evitar esta situación, todas las ATP sintasas están equipadas con mecanismos reguladores que suprimen la actividad de la ATPasa si no hay presente fuerza protonmotriz. El grado de inhibición de la hidrólisis de ATP depende del organismo. En las plantas (en cloroplastos), donde es necesario preservar la reserva de ATP durante toda la noche, la inhibición es muy fuerte: la enzima apenas tiene actividad ATPasa. Por el contrario, en bacterias anaeróbicas donde la ATP sinhasa es el principal generador de fuerza protonmotriz, dicha inhibición es muy débil. La ATP sintasa mitocondrial se encuentra en algún punto intermedio.

Diferencias entre F-, A-, V-, P- y E-ATPasas

  • "ATPasa de tipo F" es sólo otro nombre para la ATP sintasa. La letra "F" proviene de "actor F de fosforilación". Las F-ATPasas están presentes en bacterias, mitocondrias y cloroplastos. Su función principal en la mayoría de los casos es la síntesis de ATP a expensas de la diferencia de potencial de protones electroquímico transmembrana. En algunas bacterias, sin embargo, la función principal de la enzima se invierte: hidroliza el ATP para generar esta diferencia de potencial. Las ATPasas de tipo F in vitro pueden operar en ambas direcciones dependiendo de las condiciones experimentales.
    También se encuentran algunas ATPasas de tipo F de bacterias Na +.
  • Se encontraron ATPasas de tipo A en A rchaea, su función es similar a la de la ATP sintasa de tipo F, pero estructuralmente son muy similares a las ATPasas de tipo V (ver más abajo).

Las ATPasas de tipo F, A y V son complejos de múltiples subunidades, similares en términos de arquitectura general, y muy probablemente tienen el mismo mecanismo catalítico central. Acoplan el transporte transmembrana de protones (o Na + en algunas F-ATPasas), logrado por la rotación de un cierto complejo de subunidades en relación con el resto de la enzima, con la hidrólisis de ATP (o síntesis en A- y F-ATPasas).
Las características comunes para ellos son: forma de "hongo", dominio catalítico hidrófilo hexamérico de Alfa 3 Beta 3 - escriba con la subunidad Gamma en su interior. El acto catalítico realizado por esas enzimas no incluye un intermedio enzimático fosforilado.
La porción de translocación de protones de esas enzimas está compuesta por un oligómero de subunidad en forma de anillo (oligómero de subunidad c en el caso de ATPasas de tipo F) cada subunidad tiene un grupo carboxilo de importancia crítica aproximadamente en el medio de su segunda hélice transmembrana. Este grupo carboxilo está directamente involucrado en la translocación de protones.

Las ATPasas de tipo P son una familia bastante diferente de bombas impulsadas por ATP con traslocación de iones. La mayoría de ellas son también proteínas de membrana de múltiples subunidades, una f grande realiza tanto la hidrólisis de ATP como el bombeo de iones. Hay muchas subfamilias diferentes de ATPasas de tipo P, generalmente clasificadas según el ión que transportan. H +, Na +, K +, Mg 2+, Ca 2+, Ag + y Ag 2+, Zn 2+, Co 2+, Pb 2+, Ni 2+, Cd 2+, Cu + y Cu 2+ se describen el bombeo de P-ATPasa.
Durante la hidrólisis de ATP por una P-ATPasa en una determinada etapa del ciclo catalítico, el fosfato se transfiere a uno de los residuos Asp de la enzima. No hay evidencia (ni estructural ni funcional) de catálisis rotatoria en ATPasas de tipo P. Ejemplos típicos de tales enzimas son H + ATPasa de membrana plasmática de levadura, ATPasa de membrana K + / Na +, ATPasa de membrana Ca 2+.

1) Pedersen, P. L. y Carafoli, E. (1987) ATPasas con motivo iónico. I. Ubicuidad, propiedades e importancia para la función celular. Trends Biochem. Sci. 4: 146-150.
2) Base de datos de ATPasa tipo P (por Kristian B. Alexsen, Instituto Suizo de Bioinformática)
3) Kawasaki-Nishi S, Nishi T, Forgac M. (2003) Translocación de protones impulsada por hidrólisis de ATP en V-ATPasas.
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4) Perzov N, Padler-Karavani V, Nelson H, Nelson N. (2001) Características de las V-ATPasas que las distinguen de las F-ATPasas. FEBS Lett. 504 (3): 223-8.

La arquitectura y la composición de subunidades de la ATP sintasa.

La ATP sintasa es un gran complejo proteico asimétrico en forma de hongo. La enzima bacteriana más simple (ver el dibujo a continuación) se compone de 8 tipos de subunidades, de las cuales 5 forman el catalizador hidrófilo F1-porción (el "casquete" del hongo). Estas subunidades se nombran con letras griegas (Alfa, Beta, Gamma, Delta y Epsilon) de acuerdo con su peso molecular. El protón que transloca FO La porción se compone de subunidades de 3 tipos denominados a, by c.


La porción catalítica de la ATP sintasa (F1) está formado por Alpha 3 Beta 3 hexámero con la subunidad Gamma en su interior y Epsilon unido a la Gamma. La subunidad Delta está ligada a la "parte superior" del hexámero ya las subunidades b. El segmento transmembrana hidrófobo de la subunidad b está en contacto con la subunidad a. Las subunidades Gamma y Epsilon del dominio catalítico están unidas al oligómero en forma de anillo de las subunidades c. La translocación de protones tiene lugar en la interfaz de las subunidades ay c.

La estequiometría de las subunidades es:

F1
FO
Alfa
3
a
1
Beta
3 B
2
Gama
1
C
10-15(?)
Delta
1


Épsilon
1


El cloroplasto ATP sintasa y la enzima de algunas bacterias fotosintéticas tienen 2 subunidades de tipo b diferentes, aunque similares, en el protón que transloca FO p ortion, a saber, byb ', una copia de cada uno.
Se encuentra una alta homología para la mayoría de las subunidades de ATP sintasa de diferentes bacterias y cloroplastos.

La enzima mitocondrial es mucho más compleja En este momento se describen 17 tipos diferentes de subunidades. Algunas de estas subunidades tienen una alta homología con sus contrapartes bacterianas y cloroplasto, especialmente las subunidades Alfa, Beta y Gamma en la F1 porción y subunidades ayc en la FO parte. Muchas subunidades son únicas para la enzima mitocondrial (consulte la Tabla de nomenclatura de subunidades para obtener más detalles). Sin embargo, el "núcleo" catalítico y de translocación de protones de la enzima sigue siendo muy homológico con el de la ATP sintasa bacteriana y de cloroplasto. La topología general de la enzima también es bastante similar.

La reacción catalizada

La ATP sintasa cataliza la síntesis / hidrólisis de ATP acoplada a la transferencia de protones transmembrana. En caso de síntesis, la entrada de energía proviene del flujo protónico a través de FO cuesta abajo la diferencia de potencial del protón electroquímico transmembrana (). En caso de hidrólisis, la enzima funciona como una bomba de protones impulsada por ATP y genera.
La ecuación de la reacción catalizada es

ADP 3- + P i 2- + nH + P & lt = & gt ATP 4- + H 2 O + (n-1) H + N (pH y gt 7,2)

Los índices "P" y "N" denotan los lados cargados positivamente y negativamente de la membrana de acoplamiento.
El valor de pH es importante: el valor de pK para Pi 2- + H + & lt = & gt P I - es de 7,2, mientras que los valores de pK correspondientes para el fosfato en ADP y ATP se acercan a 6,9.
Esto significa que en el intervalo de pH de 6,9 ​​a 7,2, la reacción predominante no incluirá la captura de protones:

ADP 3- + P i - + nH + P & lt = & gt ATP 4- + H 2 O + nH + N (pH 6,9-7,2)

Sin embargo, por debajo de pH = 6,9, la reacción predominante vuelve a ir acompañada de atrapamiento de protones:

ADP 2- + P i - + nH + P & lt = & gt ATP 3- + H 2 O + (n-1) H + N (pH y lt 6,9)

Termodinámica de la síntesis / hidrólisis de ATP

Tradicionalmente, la termodinámica de la síntesis / hidrólisis de ATP se describe para la reacción de hidrólisis:

ATP 4- + H 2 O & lt = & gt ADP 3- + P i 2- + H + (pH y gt 7,2)

"Química física" (P.W. Atkins, 2a edición) da un valor de -30 kJ mol -1 (-7,16 kcal / mol) a 37 o C como un cambio de energía libre de Gibbs estándar "biológico" ( o &agudo) para esta reacción. Ésta es una estimación razonable, ya que en la literatura se pueden encontrar cifras de -28 a -36 kJ mol -1, siendo la más popular -30,6 kJ mol -1 (-7,3 kcal / mol).
El cambio de energía libre estándar de Gibbs, o, es la cantidad total de energía que se consume o libera durante una reacción química en condiciones estándar cuando la actividad química de todos los reactivos es igual a 1. En el caso de reacciones en soluciones acuosas, las actividades se sustituyen normalmente por concentraciones ( es decir, 1 M) la actividad del agua en sí se toma como 1. Cambio de energía libre de Gibbs estándar "biológico", o &agudo, es un parámetro similar, pero se define a pH 7, es decir, la concentración de H + no es 1 M, sino 10 -7 M. Es más práctico y conveniente, ya que la mayoría de las reacciones biológicas tienen lugar a pH fisiológico.

Un punto muy importante, y a veces ignorado, es que o &agudo no es la cantidad de energía disponible para impulsar otras reacciones endotérmicas en la célula, porque las condiciones en la célula no son estándar (consulte la definición anterior). El cambio de energía de Gibbs real es

/> = /> o ' + 2,3 registro RT [ C ADP C PAG I (C H + / 10 -7) / C ATP ],

donde C ADP, C PI, C H + y C ATP son las concentraciones reales de los reactivos correspondientes, R es la constante de gas molar (8.314 J mol -1 K -1), y T es la temperatura en grados Kelvin. Para aclarar este punto, consideremos el siguiente ejemplo con los valores arbitrarios que se acercan a las concentraciones intracelulares reales:

C ATP 2 x 10-3 M -1
C ADP 2 x 10 -4 M -1
C PAG I 10-2 M -1
C H + 5 x 10 -8 M -1 (pH aprox. 7,3)

El cambio de energía de Gibbs en tales condiciones (temperatura 310 o K, o 37 o C) será

/> = /> o ' + 2,3 RT log (C ADP C PAG I C H + / C ATP ) = -30 - 19,6 = - 49,6 kJ mol -1

Esta cifra, calculada a partir de las concentraciones reales de los componentes de la reacción, refleja la energía disponible como fuerza motriz para cualquier otro proceso acoplado a la hidrólisis de ATP en determinadas condiciones.
De ello se deduce que el transporte de protones a través de la membrana a través del gradiente electroquímico debe proporcionar los mismos 49,6 kJ mol -1 para mantener una relación ATP / ADP tan alta. Si asumimos que se transportan 3 protones por cada molécula de ATP sintetizada, es necesario un gradiente electroquímico de H + transmembrana de 49,6 / 3 = 16,5 kJ mol -1 (es decir, fuerza protonmotriz de 171 mV).

La conclusión del ejemplo anterior es:
La energía proporcionada por la hidrólisis de ATP no es fija (así como la energía necesaria para sintetizar ATP). En primera aproximación depende de las concentraciones de ADP, ATP, PI y sobre el pH. Esta energía aumenta logarítmicamente al disminuir en ADP y PI concentración y al aumentar la concentración de ATP o H + (= disminuye linealmente con el aumento del pH). Los gráficos a continuación ilustran este punto, mostrando el cambio en /> tras el cambio en la concentración de un reactivo (eje x), asumiendo que las concentraciones de otros reactivos se mantienen constantes en los valores usados ​​en el ejemplo anterior (los puntos rojos indican el / > calculado en este ejemplo).

Para cerrar esta sección, me gustaría señalar que aunque la termodinámica de la síntesis de ATP descrita aquí puede parecer bastante compleja, en realidad es mucho más compleja. Un punto que se descuidó aquí fueron los diferentes estados de protonación de ADP y ATP (ver arriba), el otro es que los sustratos reales en la reacción catalizada por la ATP sintasa no son nucleótidos puros, sino sus complejos de magnesio. Sin embargo, como la concentración de magnesio en la célula viva es relativamente alta y el pH suele estar por encima de 7,2, la descripción proporcionada sigue siendo aplicable para estimaciones termodinámicas.

Fuerza impulsora de la síntesis de ATP catalizada por la ATP sintasa.

La síntesis de ATP catalizada por la ATP sintasa es impulsada por la diferencia de potencial del protón electroquímico transmembrana, compuesta de dos componentes: el químico y el eléctrico. Cuantos más protones haya en un lado de una membrana en relación con el otro, mayor será la fuerza impulsora para que un protón atraviese la membrana. Como el protón es una partícula cargada, su movimiento también está influenciado por el campo eléctrico: la diferencia de potencial eléctrico transmembrana conducirá a los protones del lado con carga positiva al lado con carga negativa.

Un molino de agua es una buena analogía: la diferencia entre los niveles de agua antes y después de la presa proporciona energía potencial, el flujo de agua cuesta abajo hace girar la rueda, la rotación se utiliza para realizar algún trabajo (síntesis de ATP en nuestro caso).

Cuantitativamente se mide en julios por mol (J mol -1) y se define como:

donde los índices "P" y "N" denotan los lados cargados positivamente y negativamente de la membrana de acoplamiento F es la constante de Faraday (96485 C mol -1) R es la constante de gas molar (8.314 J mol -1 K -1), T es la temperatura en Kelvin y es la diferencia de potencial eléctrico transmembrana en voltios. El valor de indica cuánta energía se requiere (o se libera, según la dirección del flujo de protones transmembrana) para mover 1 mol de protones a través de la membrana.
A menudo es más conveniente usar no, sino la fuerza protonmotriz (pmf):

A temperatura ambiente (25 o C) la fuerza protonmotriz (en milivoltios, así como) es:

En ausencia de diferencia de pH transmembrana, pmf es igual a la diferencia de potencial eléctrico transmembrana y se puede medir directamente mediante varias técnicas experimentales (es decir, distribución de iones de permeación, colorantes sensibles al potencial, desplazamiento de banda de carotenoides electrocrómicos, etc.). Cada unidad de pH del gradiente de pH transmembrana corresponde a 59 mV de pmf.
Para la mayoría de las membranas biológicas que participan en la síntesis de ATP, el valor de pmf se encuentra entre 120 y 200 mV (entre 11,6 y 19,3 kJ mol -1).

Catálisis rotatoria

  1. Impulsados ​​por la fuerza protonmotriz, los protones se transfieren a través de la FO porción de la enzima. Esta transferencia impulsa la rotación del anillo oligomérico de la subunidad c en relación con las subunidades ayb (consulte aquí para obtener más detalles).
  2. La rotación se pasa a las subunidades Gamma y Epsilon que están unidas al anillo oligomérico de la subunidad c. La rotación de la subunidad asimétrica Gamma causa mecánicamente cambios conformacionales en Alfa 3 Beta 3 -hexámero. Cada 120 grados de rotación de la subunidad Gamma fuerza a uno de los 3 sitios catalíticos ubicados en la interfaz Alfa-Beta a una conformación abierta. Se libera una molécula de ATP recién sintetizada y en su lugar se unen fosfato y ADP. La alta afinidad del sitio abierto por el fosfato altera la unión de ATP y favorece la unión de ADP.
  3. La rotación va más allá, la subunidad Gamma gira otros 120 grados forzando el siguiente sitio a la conformación abierta, y el ADP y el fosfato unidos al sitio abierto anterior se ocluyen y tiene lugar la síntesis de ATP. La molécula de ATP formada se libera cuando la subunidad Gamma da un giro de 360 ​​grados y vuelve a abrir el sitio.

Inhibidores de la ATP sintasa

La actividad de la ATP sintasa es inhibida específicamente por varios compuestos (tanto orgánicos como inorgánicos). La mayoría de estos inhibidores son muy tóxicos, por lo que es esencial tener mucho cuidado y precauciones de seguridad adecuadas cuando se trabaja con ellos (¡no es de extrañar que nos sintamos infelices cuando NUESTRA ATP sintasa está bloqueada!). La mayoría de los inhibidores son específicos para F con translocación de protonesO-porción, o hidrofílico F1-porción, por lo que la sección siguiente se divide en consecuencia.

Inhibidores de FO

Oligomicina

La oligomicina es el inhibidor que dio el nombre "FO"a la porción de ATP sintasa incrustada en la membrana. La letra" O "del subíndice en FO(¡no cero!) viene de Osensibilidad a la ligomicina de esta fosforilación hidrófoba Factor en las mitocondrias.
La oligomicina se une a la interfaz de la subunidad a y Coligómero de anillo y bloquea la translocación de protones rotatorios en FO. Si la enzima está bien acoplada, la actividad de F1 también está bloqueado. Debido a este último fenómeno, una subunidad de mitocondrial F1-porción que conecta F1 con FO se denominó proteína que confiere sensibilidad a la oligomicina (OSCP). Esta subunidad es esencial para un buen acoplamiento entre F1 y FO y hace que la actividad ATPasa de F1 sensible a FO inhibidor de oligomicina, de ahí el nombre.
La oligomicina es específica para la ATP sintasa mitocondrial y en concentraciones micromolares bloquea eficazmente el transporte de protones a través de FO. Este inhibidor también actúa en algunas enzimas bacterianas que muestran una gran similitud con la ATP sintasa mitocondrial, p. Ej. enzima de la bacteria púrpura Rhodobacter capsulatus. Pero la ATP sintasa de los cloroplastos y de la mayoría de las bacterias (incluidas Escherichia coli) tiene baja sensibilidad a la oligomicina.
También debe tenerse en cuenta que la oligomicina en altas concentraciones también afecta la actividad de F mitocondrial1.

DCCD (abreviatura de diciclohexilcarbodiimida también conocida como DCC, como N, N'-diciclohexilcarbodiimida, como bis (ciclohexil) carbodiimida y como 1,3-diciclohexilcarbodiimida) es una pequeña molécula orgánica que puede modificar covalentemente grupos carboxilo protonados. Cuando se agrega a la ATP sintasa a un pH superior a 8, DCCD reacciona casi exclusivamente con el grupo carboxilo del residuo de aminoácido ácido conservado de la subunidad C (es por eso que subunidad C a veces se denomina "proteína de unión a DCCD"). que tiene un pK elevado y, por lo tanto, puede protonarse a un pH tan alto. Modificación del grupo carboxilo en un solo C-subunidad es suficiente para renderizar el conjunto Coligómero anular inactivo. Debido a que DCCD se une covalentemente a C-subunidad, esta inhibición es irreversible.
El grupo carboxilo del residuo de aminoácido conservado en la subunidad CLa subunidad -está presente en todas las ATP sintasas conocidas hasta ahora. Entonces DCCD es un inhibidor universal que puede FO función en enzimas bacterianas, mitocondriales y cloroplasto. Además, las ATPasas transportadoras de protones de tipo V y A también son sensibles a DCCD por la misma razón. Las ATP sintasas transportadoras de sodio también son inhibidas eficazmente por DCCD.
A pH más bajo (

Venturicidina

El antibiótico macrólido venturicidina (también conocido como Aabomicina) aislado de un Streptomyces sp. originalmente se describió como un agente antifúngico. Posteriormente se descubrió que la venturicidina es un potente inhibidor de la ATP sintasa que bloquea específicamente la translocación de protones a través de FO. Al igual que la oligomicina, se une a la interfaz de la subunidad. a y Coligómero de anillo. Sin embargo, la especificidad de la venturicidina no se limita a la ATP sintasa mitocondrial y está inhibiendo eficazmente las enzimas bacterianas y de cloroplasto. Las ATP sintasas de translocación de Na + también se inhiben fuertemente con venturicidina.
Si el acoplamiento entre FO y F1 es bueno, la venturicidina también bloquea la actividad de F1. Por lo tanto, este inhibidor es una buena opción para una prueba rápida de la eficiencia del acoplamiento. Sus importantes ventajas sobre DCCD son el efecto rápido y la facilidad de uso. A diferencia de DCCD, la venturicidina se puede almacenar como una solución madre concentrada durante mucho tiempo sin pérdida de poder inhibitorio.
La afinidad de FO a venturicidina es muy alto. En Rhodobacter capsulatus Se observó una inhibición semimáxima de ATP sintasa a una concentración de venturicidina 2-5 nM.

Inhibidores de F1

Azida

La azida inhibe selectivamente la actividad ATPasa de la ATP sintasa, sin afectar su actividad de síntesis de ATP. Se demuestra en mitocondrial F1 que la azida se une junto con MgADP (interactuando con su beta-fosfato) en un sitio catalítico, y presumiblemente previene la liberación de ADP de este sitio. Sin embargo, la rotación de la subunidad gamma forzada por un nivel suficientemente alto pmf o por fuerza externa puede expulsar el ADP ocluido del sitio catalítico, llevando la enzima a la síntesis activa de ATP.

Tentoxina

La tentoxina es una fitotoxina producida por hongos del Alternaria especies. Inhibe específicamente la actividad ATPasa de algunas ATP sintasas de cloroplasto; no tiene ningún efecto sobre las enzimas bacterianas y mitocondriales. Además, algunas ATP sintasas de cloroplasto también son resistentes a la tentoxina.
La tentoxina se une en la hendidura entre las subunidades Alfa y Beta cerca de la corona del barril beta N-terminal de F1. A concentraciones pequeñas (aproximadamente 1-10 uM), la tentoxina inhibe la hidrólisis de ATP, mientras que a concentraciones más altas se alivia la inhibición. El sitio de unión de la tentoxina se determinó mediante análisis de rayos X del cloroplasto F1 cristalizado en presencia del inhibidor.

Efrapeptina

Efrapeptin (también conocido como A 23871 o A23871) es un nombre común para un grupo de antibióticos de péptidos pequeños que pueden unirse dentro de F1 con alta afinidad e inhiben tanto la síntesis como la hidrólisis de ATP. El sitio de unión de la efrapeptina se determinó mediante análisis de rayos X de la F mitocondrial bovina.1 cristalizado en presencia del inhibidor. Es probable que la efrapeptina fije la subunidad Gamma dentro de F1 y bloquear la rotación de esta subunidad.
Las efrapeptinas son potentes inhibidores de la ATP sintasa mitocondrial y de algunas enzimas bacterianas. El efecto inhibidor se notó por primera vez en los cromatóforos de la bacteria púrpura. Rhodospirillum rubrum. La ATP sintasa de cloroplasto es solo levemente sensible a la efrapeptina.

Fluoro-aluminato (AlF4)

Los inhibidores basados ​​en fluoro-aluminato imitan el estado de transición del ATP gamma-fosfato. Se unen con ADP en sitios catalíticos y congelan la enzima en una conformación que presumiblemente refleja un paso intermedio de la síntesis / hidrólisis de ATP.

Relación protón / ATP

A partir de los primeros experimentos con mitocondrias, la relación H + / ATP para la síntesis de ATP se estimó en 3. Sin embargo, para la enzima cloroplasto se encontró que la cifra de 4 era más probable. A partir de las consideraciones termodinámicas, menos de 3 protones pro ATP es difícilmente factible, ya que la energía requerida para la síntesis de ATP en condiciones fisiológicas es de aproximadamente 50 kJ mol -1 (

520 meV), por lo que a valores fisiológicos de fuerza protonmotriz en el rango de 120-200 mV se deben transferir al menos 3 protones para obtener la energía necesaria.

No hay pruebas ni argumentos convincentes de que esta relación deba ser un número entero.

Se espera que esta relación dependa del número de subunidades c en el FO: ya que hay 3 sitios catalíticos en la enzima y
Es muy posible que la síntesis de ATP sea impulsada por un mecanismo rotatorio,

H + / ATP = (número de subunidades c) / 3

Pero aquí el problema es que los números determinados experimentalmente de las subunidades c en las ATP sintasas de diferentes organismos son 10, 11, 14 y 15, lo que sugiere relaciones de 3,33, 3,67, 4,67 y 5, respectivamente. También es posible que la estequiometría de la subunidad c varíe dependiendo de la situación en la célula.

Ubicación de la ATP sintasa

La ATP sintasa se encuentra en bacterias, mitocondrias y cloroplastos. En las bacterias, se encuentra en la membrana celular con el voluminoso catalizador hidrófilo F1 porción pegada al citoplasma. La orientación es bastante fácil de recordar, ya que la bacteria necesita ATP para sintetizarse dentro de la célula, no afuera. Con el flujo de protones es menos fácil Me pareció útil pensar que los protones siempre van & # 8220 a lo largo & # 8221 con ATP: durante la síntesis de ATP entran en la célula bacteriana (más ATP en el interior, más protones en el interior), y durante la hidrólisis del ATP salen la célula y van al medio externo (menos ATP adentro, menos protones adentro).
En las mitocondrias, la ATP sintasa se encuentra en la membrana interna, el catalizador hidrófilo F1 la porción se pega a la matriz. En cierto modo, una mitocondria es una bacteria & # 8220 ingerida & # 8221 por la célula eucariota: entonces la membrana mitocondrial interna corresponde a la membrana celular bacteriana.
En los cloroplastos, la enzima se encuentra en la membrana tilacoide F1 parte se pega en el estroma.


¿Cuántos sitios catalíticos tiene la enzima?

¿Qué tan rápido es la ATP sintasa?

Por simplicidad, dejemos de lado los valores más "bioquímicos", pero menos comprensibles, de "micromoles de ATP por minuto por mg de proteína" y analicemos el número de moléculas de ATP sintetizadas (o hidrolizadas) por una ATP sintasa en un segundo.
Se informaron velocidades máximas superiores a 100 s -1 para las enzimas bacterianas, mitocondriales y cloroplasto para la síntesis de ATP. Las tasas de hidrólisis de ATP son un tema menos claro, ya que la enzima acoplada en pequeñas vesículas de membrana (el sistema experimental más comúnmente utilizado) acumula rápidamente una fuerza protonmotriz relativamente alta que actúa como una contrapresión y detiene la hidrólisis. Para enzimas no acopladas o solubilizadas, también se informaron tasas superiores a 100 s -1.
En la célula viva, la enzima probablemente opera por debajo de la tasa máxima posible, produciendo decenas de moléculas de ATP por segundo.

1) C. Etzold, G. Deckers-Hebestreit y K. Altendorf. (1997) Número de facturación de Escherichia coli F O F 1 - ATP sintasa para la síntesis de ATP en vesículas de membrana. Eur.J.Biochem. 243 (1-2): 336-343.
2) R. L. Cross, C. Grubmeyer y H. S. Penefsky. (1982) Mecanismo de hidrólisis de ATP por ATPasa mitocondrial de corazón de res. Mejoras de tasa resultantes de interacciones cooperativas entre múltiples sitios catalíticos. J.Biol.Chem. 257: 12101-12105.
3) U. Junesch y P. Gr & aumlber. (1985) La tasa de síntesis de ATP en función del pH Delta en cloroplastos normales y modificados con ditiotreitol. Biochim.Biophys.Acta 809: 429-434.

Translocación de protones a través de FO

Aunque la porción Fo de la ATP sintasa a menudo se denomina "canal de protones (ic)", NO es un canal. Se diferencia significativamente de los canales de protones "reales" (por ejemplo, gramicidina, M2 del virus de la influenza, etc.). La distinción más importante es que cuando está en estado de conducción, un canal de membrana no requiere cambios conformacionales para la translocación de protones, mientras que FO parte de la ATP sintasa lo hace. La tasa de transferencia también es demasiado lenta para un canal: a un voltaje de 100 mV, los libros de texto dan una tasa de aproximadamente 10 6 iones por segundo para un canal iónico, más de 100 veces mayor que los valores máximos correspondientes informados para FO parte. Entonces, este último es un ejemplo típico de un transportador de protones (la capacidad de operar como una bomba lo confirma aún más, ningún canal puede hacer eso).
Sin embargo, el término "canales de protones" se usa a menudo para ciertas regiones en las proteínas de membrana que están implicadas en la translocación de protones (por ejemplo, canales de protones en la citocromo oxidasa o canal de entrada de protones en bacteriorrodopsina). Como nunca atraviesan toda la membrana, a veces se denominan "medios canales de protones".
La región de translocación de protones de la ATP sintasa está formada por el oligómero de las subunidades ay c. Hay dos ciertos residuos de aminoácidos que son de importancia crítica para la translocación de protones. El primero es un residuo ácido (principalmente Glu, en algunos organismos Asp) en el medio de la segunda hélice alfa transmembrana de la subunidad c. El segundo es un Arg en la última hélice transmembrana de la subunidad a. Casi todas las mutaciones en esos dos residuos dan como resultado una pérdida completa de actividad. Varios otros residuos de aminoácidos hidrófilos importantes se encuentran en la subunidad a, pero su sustitución conduce solo a una pérdida parcial de actividad.
La hipótesis actualmente favorecida del transporte de protones a través de la ATP sintasa se basa en el mecanismo rotatorio estocástico. Se presume que el residuo ácido conservado en la subunidad c se puede desprotonizar (es decir, cargar negativamente) solo cuando se enfrenta a la interfaz proteína-proteína entre las subunidades ayc, porque es energéticamente desfavorable exponer una carga en la bicapa lipídica hidrofóbica.
El protón entra a través de un medio canal, se une al grupo carboxilo no protonado, cargado negativamente de la subunidad c conservada Glu (o Asp). Este último se vuelve eléctricamente neutro y ahora puede entrar en la fase lipídica hidrofóbica. Tan pronto como lo hace, otra subunidad c con Glu protonada (Asp) pasa de la fase lipídica al área de la interfaz proteína-proteína desde el otro lado y libera su protón a través del otro medio canal. Llevando ahora una carga negativa, no puede retroceder, pero puede avanzar una posición hacia adelante y aceptar otro protón del primer medio canal. El ciclo se completa. Haga clic aquí para ver una caricatura animada que ilustra el mecanismo anterior, o descargue una película mucho mejor (y por lo tanto mucho más grande) de la página web del Prof. Junge.

¿Qué es la secuencia Beta DELSEED?

La región Beta DELSEED es una parte de la subunidad Beta que tiene la secuencia de aminoácidos -Asp-Glu-Leu-Ser-Glu-Glu-Asp- (de ahí el nombre: en el código de aminoácidos de una sola letra es DELSEED). Este fragmento está altamente conservado en todas las ATP sintasas. Sin embargo, su papel no está del todo claro. En ATP sintasa bacteriana de termófilos Bacilo PS3 se demostró que esta región no es esencial ni para la hidrólisis de ATP ni para la rotación impulsada por ATP de la subunidad Gamma en el complejo Alpha3-Beta3, pero juega un papel en la acción inhibidora de la subunidad Epsilon. Es probable que en Bacilo PS3, los residuos Asp y Glu cargados negativamente interactúan con Lys y Arg cargados positivamente en el dominio C-terminal de Epsilon y bloquean la hidrólisis.
Es probable que el mismo mecanismo funcione en la ATP sintasa de otras bacterias y en la enzima cloroplasto. En la ATP sintasa mitocondrial, tal mecanismo es poco probable, porque la subunidad Delta (homólogo mitocondrial de la bacteria épsilon) carece de las importantes cargas positivas en su dominio C-terminal.


Contenido

La F1 fracción deriva su nombre del término "Fracción 1" y FO (escrito como una letra subíndice "o", no "cero") deriva su nombre de ser la fracción de unión para la oligomicina, un tipo de antibiótico de origen natural que puede inhibir la FO unidad de ATP sintasa. [3] [4] Estas regiones funcionales constan de diferentes subunidades de proteínas; consulte las tablas. Esta enzima se utiliza en la síntesis de ATP a través de la respiración aeróbica.

Ubicada dentro de la membrana tilacoide y la membrana mitocondrial interna, la ATP sintasa consta de dos regiones FO y F1. FO provoca la rotación de F1 y está hecho de anillo C y subunidades a, dos b, F6. F1 está formado por subunidades α, β, γ y δ. F1 tiene una parte soluble en agua que puede hidrolizar ATP. FO por otro lado tiene regiones principalmente hidrofóbicas. FO F1 crea una vía para el movimiento de los protones a través de la membrana. [7]

F1 región Editar

La F1 parte de la ATP sintasa es hidrófila y responsable de hidrolizar el ATP. La F1 La unidad sobresale en el espacio de la matriz mitocondrial. Las subunidades α y β forman un hexámero con 6 sitios de unión. Tres de ellos son catalíticamente inactivos y se unen al ADP.

Otras tres subunidades catalizan la síntesis de ATP. La otra F1 las subunidades γ, δ y ε son parte de un mecanismo de motor de rotación (rotor / eje). La subunidad γ permite que β pase por cambios conformacionales (es decir, estados cerrados, semiabiertos y abiertos) que permiten que el ATP se una y se libere una vez sintetizado. La F1 La partícula es grande y puede verse en el microscopio electrónico de transmisión mediante tinción negativa. [8] Se trata de partículas de 9 nm de diámetro que salpican la membrana mitocondrial interna.

F1 - Subunidades [9]
Subunidad Gen humano Nota
alfa ATP5A1, ATPAF2
beta ATP5B, ATPAF1, C16orf7
gama ATP5C1
delta ATP5D El "delta" mitocondrial es épsilon bacteriano / cloroplástico.
épsilon ATP5E Único en las mitocondrias.
OSCP ATP5O Llamado "delta" en versiones bacterianas y cloroplásticas.

FO región Editar

FO es una proteína insoluble en agua con ocho subunidades y un anillo transmembrana. El anillo tiene una forma de tetrámero con una proteína de hélice de bucle de hélice que experimenta cambios conformacionales cuando se protona y desprotona, lo que empuja a las subunidades vecinas a rotar, lo que provoca el giro de FO que luego también afecta la conformación de F1, lo que resulta en el cambio de estados de las subunidades alfa y beta. La FO La región de la ATP sintasa es un poro de protones que está incrustado en la membrana mitocondrial. Consta de tres subunidades principales, a, by c. Seis subunidades c forman el anillo del rotor, y la subunidad b forma un tallo que se conecta a F1 OSCP que evita que el hexámero αβ gire. La subunidad a conecta b al anillo c. [11] Los seres humanos tienen seis subunidades adicionales, d, e, f, g, F6 y 8 (o A6L). Esta parte de la enzima se encuentra en la membrana interna mitocondrial y acopla la translocación de protones a la rotación, lo que provoca la síntesis de ATP en la F1 región.

En eucariotas, mitocondrial FO forma dímeros que doblan la membrana. Estos dímeros se autoorganizan en largas filas al final de las crestas, posiblemente el primer paso de la formación de las crestas. [12] Un modelo atómico para la levadura dimérica FO La región se determinó mediante crio-EM a una resolución global de 3,6 Å. [13]

FO-Subunidades principales
Subunidad Gen humano
a MT-ATP6, MT-ATP8
B ATP5F1
C ATP5G1, ATP5G2, ATP5G3

Desde la década de 1960 hasta la de 1970, Paul Boyer, profesor de UCLA, desarrolló la teoría del mecanismo del cambio de unión, o flip-flop, que postulaba que la síntesis de ATP depende de un cambio conformacional en la ATP sintasa generado por la rotación de la subunidad gamma. El grupo de investigación de John E. Walker, entonces en el Laboratorio de Biología Molecular MRC en Cambridge, cristalizó la F1 dominio catalítico de la ATP sintasa. La estructura, en ese momento la estructura proteica asimétrica más grande conocida, indicó que el modelo de catálisis rotatoria de Boyer era, en esencia, correcto. Para dilucidar esto, Boyer y Walker compartieron la mitad del Premio Nobel de Química de 1997.

La estructura cristalina de la F1 mostró subunidades alfa y beta alternas (3 de cada una), dispuestas como segmentos de una naranja alrededor de una subunidad gamma asimétrica giratoria. Según el modelo actual de síntesis de ATP (conocido como modelo catalítico alterno), el potencial transmembrana creado por los cationes de protones (H +) suministrados por la cadena de transporte de electrones, impulsa los cationes de protones (H +) desde el espacio intermembrana a través de la membrana a través de la FO región de la ATP sintasa. Una porción de la FO (el anillo de subunidades c) gira a medida que los protones atraviesan la membrana. El anillo c está firmemente unido al tallo central asimétrico (que consiste principalmente en la subunidad gamma), lo que hace que gire dentro de la alfa.3beta3 apagado1 provocando que los 3 sitios de unión de nucleótidos catalíticos pasen por una serie de cambios conformacionales que conducen a la síntesis de ATP. La mayor F1 Las subunidades no pueden girar en simpatía con el rotor del tallo central por un tallo periférico que se une al alfa.3beta3 a la parte no giratoria de FO. La estructura de la ATP sintasa intacta se conoce actualmente a baja resolución a partir de estudios de crio-microscopía electrónica (crio-EM) del complejo. El modelo crio-EM de ATP sintasa sugiere que el tallo periférico es una estructura flexible que envuelve el complejo cuando se une a F1 a FO. En las condiciones adecuadas, la reacción enzimática también se puede llevar a cabo a la inversa, con la hidrólisis de ATP impulsando el bombeo de protones a través de la membrana.

El mecanismo de cambio de unión implica el sitio activo del ciclo de una subunidad β entre tres estados. [14] En el estado "suelto", el ADP y el fosfato ingresan al sitio activo en el diagrama adyacente, esto se muestra en rosa. Luego, la enzima sufre un cambio de forma y fuerza a estas moléculas a unirse, con el sitio activo en el estado "apretado" resultante (mostrado en rojo) uniendo la molécula de ATP recién producida con una afinidad muy alta.Finalmente, el sitio activo vuelve al estado abierto (naranja), liberando ATP y uniendo más ADP y fosfato, listo para el siguiente ciclo de producción de ATP. [15]

Como otras enzimas, la actividad de F1FO La ATP sintasa es reversible. Cantidades suficientemente grandes de ATP hacen que se cree un gradiente de protones transmembrana, que se utiliza para fermentar bacterias que no tienen una cadena de transporte de electrones, sino que hidrolizan el ATP para producir un gradiente de protones, que utilizan para impulsar los flagelos y el transporte de nutrientes en la célula.

En bacterias que respiran en condiciones fisiológicas, la ATP sintasa, en general, corre en la dirección opuesta, creando ATP mientras utiliza la fuerza motriz del protón creada por la cadena de transporte de electrones como fuente de energía. El proceso general de creación de energía de esta manera se denomina fosforilación oxidativa. El mismo proceso tiene lugar en las mitocondrias, donde la ATP sintasa se encuentra en la membrana mitocondrial interna y la F1-proyectos de piezas en la matriz mitocondrial. El consumo de ATP por la ATP-sintasa bombea cationes de protones a la matriz.

Se cree que la evolución de la ATP sintasa fue modular, por lo que dos subunidades funcionalmente independientes se asociaron y obtuvieron una nueva funcionalidad. [16] [17] Esta asociación parece haber ocurrido temprano en la historia evolutiva, porque esencialmente la misma estructura y actividad de las enzimas ATP sintasa están presentes en todos los reinos de la vida. [16] La F-ATP sintasa muestra una gran similitud funcional y mecanicista con la V-ATPasa. [18] Sin embargo, mientras que la F-ATP sintasa genera ATP utilizando un gradiente de protones, la V-ATPasa genera un gradiente de protones a expensas del ATP, generando valores de pH tan bajos como 1. [19]

La F1 La región también muestra una similitud significativa con las helicasas de ADN hexaméricas (especialmente el factor Rho), y la región enzimática completa muestra cierta similitud con H +
T3SS potenciado o complejos motores flagelares. [18] [20] [21] El α3β3 hexámero de la F1 La región muestra una similitud estructural significativa con las helicasas de ADN hexaméricas, ambas forman un anillo con simetría rotacional triple con un poro central. Ambos tienen funciones que dependen de la rotación relativa de una macromolécula dentro del poro, las helicasas de ADN utilizan la forma helicoidal del ADN para impulsar su movimiento a lo largo de la molécula de ADN y detectar el superenrollamiento, mientras que el α3β3 el hexámero usa los cambios conformacionales a través de la rotación de la subunidad γ para impulsar una reacción enzimática. [22]

El H +
motor de la FO partícula muestra una gran similitud funcional con el H +
motores que impulsan flagelos. [18] Ambos presentan un anillo de muchas proteínas alfa helicoidales pequeñas que giran en relación con las proteínas estacionarias cercanas, utilizando un H +
gradiente potencial como fuente de energía. Sin embargo, este vínculo es tenue, ya que la estructura general de los motores flagelares es mucho más compleja que la del FO La partícula y el anillo con aproximadamente 30 proteínas giratorias es mucho más grande que las 10, 11 o 14 proteínas helicoidales en el FO complejo. Sin embargo, los datos estructurales más recientes muestran que el anillo y el tallo son estructuralmente similares al F1 partícula. [21]

La teoría de la evolución modular para el origen de la ATP sintasa sugiere que dos subunidades con función independiente, una helicasa de ADN con actividad ATPasa y una H +
motor, fueron capaces de unirse, y la rotación del motor impulsó la actividad ATPasa de la helicasa en reversa. [16] [22] Este complejo luego desarrolló una mayor eficiencia y finalmente se convirtió en las intrincadas ATP sintasas de hoy. Alternativamente, la ADN helicasa / H +
El complejo motor puede haber tenido H +
actividad de la bomba con la actividad ATPasa de la helicasa que impulsa el H +
motor en reversa. [16] Esto puede haber evolucionado para llevar a cabo la reacción inversa y actuar como una ATP sintasa. [17] [23] [24]

Se ha descubierto una variedad de inhibidores naturales y sintéticos de la ATP sintasa. [25] Estos se han utilizado para investigar la estructura y el mecanismo de la ATP sintasa. Algunos pueden ser de uso terapéutico. Hay varias clases de inhibidores de la ATP sintasa, que incluyen inhibidores de péptidos, fitoquímicos polifenólicos, policétidos, compuestos organoestánnicos, derivados poliénicos de α-pirona, inhibidores catiónicos, análogos de sustrato, modificadores de aminoácidos y otras sustancias químicas diversas. [25] Algunos de los inhibidores de la ATP sintasa más utilizados son la oligomicina y la DCCD.

Bacterias Editar

E. coli La ATP sintasa es la forma más simple conocida de ATP sintasa, con 8 tipos de subunidades diferentes. [11]

Las F-ATPasas bacterianas ocasionalmente pueden operar a la inversa, convirtiéndolas en una ATPasa. [26] Algunas bacterias no tienen F-ATPasa, utilizando una ATPasa de tipo A / V bidireccionalmente. [9]

Levadura Editar

La ATP sintasa de levadura es una de las ATP sintasas eucariotas mejor estudiadas y cinco F1, ocho FO subunidades y se han identificado siete proteínas asociadas. [7] La ​​mayoría de estas proteínas tienen homólogos en otros eucariotas. [27] [28] [29] [30]

Planta Editar

En las plantas, la ATP sintasa también está presente en los cloroplastos (CF1FO-ATP sintasa). La enzima está integrada en la membrana tilacoide la CF1La parte se adhiere al estroma, donde tienen lugar las reacciones oscuras de la fotosíntesis (también llamadas reacciones independientes de la luz o ciclo de Calvin) y la síntesis de ATP. La estructura general y el mecanismo catalítico de la ATP sintasa del cloroplasto son casi los mismos que los de la enzima bacteriana. Sin embargo, en los cloroplastos, la fuerza motriz del protón no es generada por la cadena de transporte de electrones respiratorios sino por proteínas fotosintéticas primarias. La sintasa tiene un inserto de 40 aa en la subunidad gamma para inhibir la actividad derrochadora en la oscuridad. [31]

Mamíferos Editar

La ATP sintasa aislada de bovinos (Bos tauro) las mitocondrias del corazón son, en términos de bioquímica y estructura, la ATP sintasa mejor caracterizada. El corazón de res se utiliza como fuente de la enzima debido a la alta concentración de mitocondrias en el músculo cardíaco. Sus genes tienen una estrecha homología con las ATP sintasas humanas. [32] [33] [34]

Genes humanos que codifican componentes de ATP sintasas:

Otros eucariotas Editar

Los eucariotas que pertenecen a algunos linajes divergentes tienen organizaciones muy especiales de la ATP sintasa. Una ATP sintasa de euglenozoos forma un dímero con una F en forma de boomerang1 cabeza como otras ATP sintasas mitocondriales, pero la FO subcomplejo tiene muchas subunidades únicas. Utiliza cardiolipina. La IF inhibitoria1 también se une de manera diferente, de una manera compartida con tripanosomatida. [35]

Archaea Editar

Las arqueas generalmente no tienen una F-ATPasa. En cambio, sintetizan ATP utilizando la A-ATPasa / sintasa, una máquina rotativa estructuralmente similar a la V-ATPasa pero que funciona principalmente como una ATP sintasa. [26] Al igual que la bacteria F-ATPasa, se cree que también funciona como ATPasa. [9]


Reconocimientos / Divulgaciones financieras

Este trabajo fue financiado en parte por la beca de investigación GM28454 del Instituto Nacional de Ciencias Médicas Generales (a TAK), el Cluster of Excellence & # x0201cMacromolecular Complexes & # x0201d en la Goethe University Frankfurt (DFG Project EXC 115) (para BB y TM ) y el Centro Colaborativo de Investigación DFG (SFB) 807 (a TM). I.W contó con el apoyo de Deutsche Forschungsgemeinschaft, Sonderforschungsbereich 815, Proyecto Z1 (Redox-Proteomics).


5. Los diferentes tamaños de paso de los dos motores acoplados requieren elasticidad interna

En FOF1-ATP sintasa, dos nanomotores trabajan uno contra el otro. Dependiendo de la fuerza motriz del protón, la E. coli las enzimas en los proteoliposomas pueden pasar de la síntesis de ATP a la hidrólisis de ATP [3]. El potencial químico de la síntesis o hidrólisis de ATP en F1 actúa contra la diferencia de potencial electroquímico sobre la membrana que impulsa el motor en FO. Los dos motores funcionan con diferentes marchas. F1 es un motor de 3 pasos, mientras que FO es un motor de 10 pasos en E. coli (o 8 & # x0201315 paso a paso, según el organismo). Surge la pregunta de cómo se transmite la energía entre estos dos motores y cómo la enzima puede superar las barreras energéticas para un sistema en el que dos motores con engranajes diferentes están estrechamente acoplados. Se ha sugerido que los motores estén acoplados elásticamente [4,79 & # x0201382]. En lugar de un sistema rígido, ciertas partes de esta enzima son elásticamente blandas y pueden almacenar energía de forma transitoria hasta que se necesiten para la reacción química. De ese modo, la enzima puede funcionar con una alta tasa de rotación y eficiencia cinética.

En una serie de experimentos de una sola molécula, Sielaff y colaboradores han determinado estos elementos elásticos [49,50]. Usaron mutantes de E. coli F1 o FOF1 que contenía dos cisteínas diseñadas, una en el rotor (subunidades & # x003b3 o C) y el otro en el estator (subunidades & # x003b2, & # x003b1 o a) oponiéndose a la cisteína anterior (figura 3 a). Los pares de cisteína, a saber, aI223C / cL72C (azul en la figura 3 a), & # x003b2D380C / & # x003b3A87C (verde) y & # x003b1E284C / & # x003b3A276C (rojo), se colocaron sobre la longitud del tallo del rotor para buscar sus diferentes elasticidades. En el ensayo de rotación, la enzima se unió a la superficie del vidrio. vía etiquetas de histidina en cada subunidad & # x003b2, mientras que un filamento corto de actina marcado con fluorescencia (aprox. 0,5 & # x000b5m) o una perla magnética dopada con punto cuántico (Q-dot) (1 & # x000b5m) unida a la enzima en la otra lado sirvió como reportero para videomicroscopía. Los reporteros estaban obligados a C-anillo en FOF1, o para & # x003b3 en F1, respectivamente (figura 3 a,B).

(a) Ensayo de rotación con E. coli FOF1 unido a un cubreobjetos vía etiquetas de histidina (His) en la subunidad & # x003b2, impulsadas por hidrólisis de ATP. Un filamento de actina fluorescente marcado con TMR se acopla a etiquetas de estreptococos en cada C subunidad vía un enlace estreptactina y biotina. Para controlar la elasticidad interna del rotor, se diseñaron tres mutantes cada uno con dos cisteínas opuestas en el rotor y el estator como se indica. Después de la oxidación, sirvieron para formar un puente disulfuro y paralizar la enzima en una determinada posición. (B) Se utilizó una partícula magnética dopada con puntos Q en lugar de un filamento de actina para controlar la elasticidad interna del estator, es decir, subunidades B2. La partícula magnética se cubrió con estreptavidina o estreptactina, para unirla a B2, ya sea directamente a través de dos cisteínas / biotinas en la membrana, parte integral de las subunidades B, o indirectamente a la C-anillo, que estaba reticulado a la subunidad a a través de dos cisteínas como se indica, respectivamente. (C) Cumplimiento de la enzima & # x02013 complejo filamento para los tres mutantes dobles mostrados en (a), determinada por las fluctuaciones térmicas de la proteína reticulada. Los histogramas se ajustaron con gaussianos y la rigidez a la torsión se derivó de su ancho inverso, lo que resultó en 450, 59 y 47 pN & # x000b7nm para la curva azul, verde y roja, respectivamente (adaptado de [50]). (D) Modelo de FOF1 mostrando en rojo el sitio de mayor elasticidad, es decir, el sitio de contacto de C-escuela con & # x003b3 & # x003b5. La conformidad en unidades de pN & # x000b7nm se da para diferentes dominios de la enzima (figura proporcionada por S. Engelbrecht y W. Junge).

Después de la adición de ATP y en condiciones reductoras, las subunidades comenzaron a rotar como se esperaba. Tras la oxidación, las dos cisteínas formaron un puente disulfuro y la enzima dejó de girar. En este estado, solo eran visibles las fluctuaciones térmicas del sistema enzimático-indicador. Un histograma de estas fluctuaciones mostró distribuciones similares a las de Gauss (figura 3 C). El ancho & # x003c3 de los gaussianos era inversamente proporcional a la rigidez torsional & # x003ba (en pN & # x000b7nm) por & # x003c3 = kBT /& # x003ba, donde kB es la constante de Boltzmann y T la temperatura absoluta. El eje de la bobina en espiral de & # x003b3 tenía una rigidez media con & # x003ba = 320 pN & # x000b7nm. La porción con la rigidez torsional más pequeña se ubicó justo entre los sitios respectivos de generación de torque en F1 y FO& # x02014es decir, en la interfaz de la porción globular de & # x003b3 y el C-anillo. Con una rigidez torsional de menos de 70 pN & # x000b7nm, puede almacenar hasta 14 kJ mol & # x022121 de energía elástica para suavizar la cooperación de los dos motores cuando operan uno contra el otro. En la enzima no restringida, la distensibilidad fue incluso menor (aproximadamente 35 pN & # x000b7nm como se infiere de las posiciones de reposo de la enzima), causada por el movimiento de bisagra flexible de la palanca en las subunidades & # x003b2. Además, una simulación de dinámica molecular del sistema libre y reticulado reveló una coincidencia sorprendente con los datos experimentales [83].

Por otro lado, se encontró que el estator era al menos 10 veces más rígido que la parte más flexible del rotor. La elasticidad del tipo salvaje B2 dímero se comparó con mutado B subunidades que fueron alargadas por 11 residuos de aminoácidos (& # x02018long & # x02019) o desestabilizadas sustituyendo tres residuos consecutivos con glicinas (& # x02018Gly3-mutante & # x02019) [49]. En el ensayo rotacional, una perla magnética dopada con Q-dot acoplada al estator sirvió como indicador para monitorear el movimiento de FOF1 ( figura 3 B). Como el estator no giraba por sí mismo, el movimiento se inducía artificialmente mediante la aplicación de un campo magnético giratorio externo, que impulsaba el cordón hacia adelante o hacia atrás. Se probaron dos modos de funcionamiento. (i) Cuando el cordón magnético se acopló al extremo integral de la membrana del B2 dímero mediante un acoplamiento de cisteína & # x02013biotina & # x02013 estreptavidina, el dímero se retorció alrededor de su eje. (ii) El movimiento de flexión fisiológico de B2 fue estudiado acoplando la perla magnética a la C-anillo que estaba reticulado a la subunidad a. En todos los casos, el cumplimiento fue de aproximadamente 500 pN & # x000b7nm, excepto por la flexión del mutante Gly3. Aquí, el cumplimiento fue tres veces menor en comparación con la enzima de tipo salvaje. La actividad de bombeo de H + dependiente de ATP de los mutantes se redujo a la mitad en comparación con la F de tipo salvajeOF1-ATP sintasa. No obstante, estos mutantes con un estator desestabilizado estaban activos, porque la reducción de su distensibilidad tres veces (es decir, todavía una magnitud mayor que la distensibilidad del rotor) no afectó de manera importante la estabilidad del estator. Las propiedades elásticas se resumen en la figura 3. D. Estos datos apoyaron el modelo teórico para la transducción de energía en FOF1-ATP sintasa por deformaciones transitorias reversibles en el rotor.


Expresión y ensamblaje sin células de ATP sintasa

Las tecnologías de expresión sin células (CF) han surgido como métodos prometedores para la producción de proteínas de membrana individuales de diferentes tipos y orígenes. Sin embargo, muchas proteínas de membrana deben integrarse en ensamblajes complejos mediante la interacción con subunidades solubles e integradas en la membrana para adoptar estructuras estables y plegadas funcionalmente. La producción de máquinas moleculares completas mediante la expresión de CF como avance en la producción de subunidades únicamente individuales abriría una variedad de nuevas posibilidades para estudiar sus mecanismos de ensamblaje, función o composición. Demostramos la formación exitosa de CF de grandes complejos moleculares que constan de subunidades solubles e integradas en la membrana mediante la expresión de la atp operón de Caldalkalibacillus thermarum cepa TA2.A1 usando Escherichia coli extractos. El operón comprende nueve marcos de lectura abiertos y el F de 542 kDa1Fo-El complejo ATP sintasa está compuesto por 9 proteínas solubles y 16 proteínas incrustadas en la membrana en la estequiometría α3β3γδɛab2C13. El ensamblaje completo en el complejo funcional se logró en los tres modos de expresión de CF típicamente usados ​​(i) solubilizando precipitados iniciales, (ii) inserción cotraduccional en micelas detergentes o (iii) inserción cotraduccional en liposomas preformados. La presencia de las ocho subunidades, así como la actividad enzimática específica y la inhibición del complejo, se confirmó mediante análisis bioquímicos, microscopía electrónica de congelación-fractura y marcaje inmunológico. Además, el análisis de una sola partícula demuestra que la estructura y la organización de subunidades del CF y la referencia en vivo Los complejos de ATP sintasa expresados ​​son idénticos. Este trabajo establece la producción de máquinas moleculares de alta complejidad en entornos definidos como proteomicellas o como proteoliposomas como una nueva aplicación de los sistemas de expresión de la FQ.


ATP Synthase muestra la razón de & # 8216Slippage & # 8217

El motor de la vida muestra más delicadeza de ingeniería con cada nuevo descubrimiento.

La ATP sintasa es sin duda una de las máquinas moleculares más asombrosas sobre las que hemos informado. Diminuto pero poderoso, este motor rotatorio que funciona con protones liberados de los alimentos que comemos es increíblemente eficiente, rápido y complicado. Siendo esencial para toda la vida, desafía cualquier tipo de origen evolutivo escalonado. Pero durante años, los científicos se preguntaron acerca de un desajuste entre sus dos mitades.

El motor consta de dos partes, llamadas F0 (que gira impulsado por la fuerza motriz del protón), y F1 (donde se sintetiza ATP, produciendo 3 ATP por revolución). El desconcertante desajuste proviene del número de unidades en estas dos mitades. Las diferentes especies de ATP sintasa tienen de 8 a 17 subunidades & # 8220c & # 8221 en F0 (generalmente de 10 a 12) que componen el carrusel que gira y hace girar el tallo central & # 8220gamma & # 8221, que actúa como un árbol de levas que conecta las dos partes. La F1 parte, sin embargo, tiene tres pares de dos unidades. Por cada rotación completa de F0, con una rotación correspondiente del árbol de levas, se producen tres ATP en F1. ¿Por qué no hay una buena división entera entre los dos? ¿Cómo pueden 11 subunidades c en F0 corresponden a 3 moléculas de ATP en F1? ¿Hay algún deslizamiento en el mecanismo?

La ATP sintasa es un motor rotativo que genera 3 ATP por revolución.

Un nuevo artículo en Ciencias Revista arroja más luz sobre este rompecabezas. En & # 8220, los subestados rotatorios de la ATP sintasa mitocondrial revelan la base de F flexible1-Fo acoplamiento, & # 8221 Murphy et al. abordar el problema: & # 8220 Una pregunta constante es cómo el anillo c estequiométricamente no coincidente en Fo (compuesto de 8 a 17 subunidades c) y la F simétrica triple1 los cabezales están acoplados de manera eficiente. & # 8221 El resumen del artículo anuncia una razón para este desajuste que hace que la ATP sintasa se parezca cada vez más a una & # 8220 máquina bien engrasada & # 8221—

Resolvieron estructuras de microscopía crioelectrónica de alta resolución del complejo ATP sintasa, extrayendo 13 subestados rotacionales.Esta colección de estructuras reveló que la rotación de la Fo el anillo y el tallo central está acoplado con rotaciones parciales de la F1 cabeza. Esta flexibilidad puede permitir que el cabezal acople mejor la rotación continua con eventos de síntesis de ATP discretos.

En otras palabras, hay una ligera rotación de la F1 cabezal que no solo sincroniza las dos mitades, sino que también puede contribuir a la productividad del motor. Para aquellos a los que les gusta la jerga,

Encontramos eso la F1 la cabeza gira junto con el tallo central yc anillo a través de aproximadamente 30 °, o una subunidad c, al comienzo de cada paso de 120 °. Acoplamiento flexible del F1 dirígete a la Fo El motor está mediado principalmente por una bisagra en el enlace entre dominios. de la proteína que confiere sensibilidad a la oligomicina (OSCP) subunidad que se une a la F1 Dirígete al tallo periférico. El haz extendido de dos hélices de la subunidad γ del tallo central interactúa con la región catch-loop de una subunidad β de la F1 cabeza. Es probable que se conserve el mecanismo resultante de acoplamiento flexible. [es decir, no evolucionado] en otros F1-Fo ATP sintasas. Nuestros resultados proporcionan un contexto muy necesario para una gran cantidad de datos publicados que indican que OSCP es un centro de control metabólico en la célula.

Este es un diseño elegante. Básicamente, proporciona una interfaz entre partes dispares, como un & # 8221 montaje universal & # 8221 diseñado por humanos con un conector flexible que puede funcionar con diferentes modelos. Los autores resumen esto de la siguiente manera:

En ATP sintasas, la F1 cabeza catalítica puede acompañar al rotor a través de una rotación de

30 ° al comienzo de cada

Paso de 120 °. Este movimiento permite el acoplamiento flexible de F1 y Fo. los bisagra interdominio de OSCP facilita el acoplamiento flexible y hace que esta subunidad sea apropiada [def. & # 8220apto pertinente pertinente y # 8221] adecuado, bien adaptado, para la regulación de la síntesis de ATP.

Además, los autores encontraron un ión metálico (probablemente Zn +2) que puede estar involucrado en traducir el flujo de protones en un torque. Ese es otro aspecto misterioso de la ATP sintasa: ¿cómo un flujo de protones convierte realmente la F0 ¿motor? Ha sido difícil de decir, porque esa parte del motor está incrustada en la membrana. Concluyen, & # 8220A conservado Ión metálico [no evolucionado] en el canal de acceso de protones puede sincronizar la protonación del anillo C con la rotación.& # 8221 Esta hipótesis puede requerir investigación adicional. También podría ser esclarecedor investigar la diversidad c subunidades entre especies, para ver si hay razones para 8, 10, 12 o 17 subunidades dependiendo del entorno, o si se deben a mutaciones neutrales que el & # 8220 acoplamiento flexible & # 8220 conservado & # 8221 está diseñado para adaptarse.

No hace falta decir que los autores no mencionaron & # 8220evolution & # 8221 en el artículo.

La ATP sintasa es una máquina molecular que puede utilizar para & # 8220wow & # 8221 a sus amigos. & # 8220 ¿Sabía que funciona con motores rotativos? & # 8221 En términos simples, describa esta acción similar a una rueda hidráulica que ejecuta un mecanismo que une el ATP, produciendo 3 ATP por revolución. Dígales que es uno de los motores más eficientes jamás descubiertos, pero agregue que tiene un tamaño del orden de mil millonésimas de metro. Dígales que los protones provienen de la comida que acaba de comer, y que billones de estos pequeños motores están girando a más de 6,000 RPM dentro de usted en este momento. Podría dar lugar a discusiones animadas sobre los orígenes.


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