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Medios de contraste para células vegetales

Medios de contraste para células vegetales


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Actualmente tengo una preparación de alga acuática (elodea) para mi microscopio óptico, pero solo puedo ver algunas de las estructuras (membrana, pared, cloroplastos y el núcleo).

Ahora quiero ver más (como la vacuola, el peroxisoma, las mitocondrias, el amiloplasto, el ribosoma, el aparato de Golgi y el retículo endoplasmático si es posible con un microscopio óptico)

Sé que hay medios de contraste como la solución de yodo del lugol (solución de yodo y yoduro de potasio), pero ¿qué mostrará? ¿Y hay más?

Gracias por adelantado


Diferencias entre células vegetales y animales

Las células animales y las células vegetales son similares en el sentido de que ambas son células eucariotas. Estas células tienen un núcleo verdadero, que alberga el ADN y está separado de otras estructuras celulares por una membrana nuclear. Ambos tipos de células tienen procesos similares de reproducción, que incluyen mitosis y meiosis. Las células animales y vegetales obtienen la energía que necesitan para crecer y mantener la función celular normal a través del proceso de respiración celular. Ambos tipos de células también contienen estructuras celulares conocidas como orgánulos, que están especializadas para realizar funciones necesarias para el funcionamiento celular normal. Las células animales y vegetales tienen algunos de los mismos componentes celulares en común, incluido el núcleo, el complejo de Golgi, el retículo endoplásmico, los ribosomas, las mitocondrias, los peroxisomas, el citoesqueleto y la membrana celular (plasmática). Si bien las células animales y vegetales tienen muchas características en común, también son diferentes.


Célula vegetal

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Director

Tyson Brown, Sociedad Geográfica Nacional

Autor

Sociedad Geográfica Nacional

Gerentes de producción

Gina Borgia, National Geographic Society
Jeanna Sullivan, Sociedad Geográfica Nacional

Especialistas del programa

Sarah Appleton, Sociedad Geográfica Nacional
Margot Willis, Sociedad Geográfica Nacional

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Funciones de la celda

Una célula es uno de los componentes básicos de la vida. Las células son grupos de orgánulos unidos a la membrana que trabajan juntos para permitirle funcionar. Algunos de los orgánulos principales incluyen el núcleo, las mitocondrias, los lisosomas, el retículo endoplásmico y el aparato de Golgi. Las células vegetales también incluyen cloroplastos, que son responsables de la fotosíntesis. Utilice estos recursos del aula para examinar cómo funcionan las células con sus alumnos.

Historia de la célula: descubriendo la célula

Inicialmente descubierta por Robert Hooke en 1665, la célula tiene una historia rica e interesante que finalmente ha dado paso a muchos de los avances científicos actuales.

Comparación de células vegetales y animales

Identificar las diferencias entre las células vegetales y animales y cómo estas diferencias se relacionan con sus funciones celulares.

Unicelular frente a multicelular

Las células funcionan de manera diferente en organismos unicelulares y multicelulares. Un organismo unicelular depende de una sola célula para todas sus funciones, mientras que un organismo multicelular tiene células especializadas para realizar diferentes funciones que apoyan colectivamente al organismo.

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Medios de patología: protocolo de cultivo de tejidos vegetales

El agar de harina de maíz se recomienda para el cultivo de hongos fitopatológicos y también para la producción de clamidosporas por Candida albicans. Los pasos básicos para preparar este producto se enumeran a continuación:

  1. Suspenda 17.0 g de polvo en 1 litro de agua destilada (W3500) y caliente a ebullición o hasta que el medio esté completamente disuelto. Agregue monooleato de polioxietilensorbitán al 1% (TWEEN ® 80) (P4780) para estimular la producción de clamidosporas.
  2. Esterilice el medio en un autoclave validado a 1 kg / cm 2 (15 psi), 121 ° C. El medio debe alcanzar una temperatura de 121 ° C durante al menos 15 minutos. Consulte el Protocolo de esterilización de medios.
  3. Dispense el medio como desee.

Todas las preparaciones medianas deben almacenarse a 0-5 ° C. Almacene el medio seco a temperatura ambiente (por debajo de 30 ° C). El polvo deshidratado debe ser de color amarillo claro, homogéneo y fluido. El deterioro del medio en polvo puede reconocerse por: 1) granulación, aglutinación o material particulado en todo el polvo 2) cambio de pH 3) incapacidad para promover el crecimiento cuando se usa correctamente.

Caldo Czapek Dox (C1551)

El caldo Czapek Dox es un medio líquido definido, diseñado para el cultivo de hongos y bacterias capaces de utilizar nitrógeno inorgánico y es especialmente útil para el cultivo de diversas bacterias y hongos del suelo y muchos aspergilli saprofitos. Este medio se prepara solo con fuentes inorgánicas de nitrógeno (nitrato de sodio) y una fuente de carbono químicamente definida (glucosa). Este producto es una modificación de la fórmula Czapek de Dox según Thom y Raper (1945). Los pasos básicos para preparar este producto se enumeran a continuación:

  1. Suspenda 35,0 g de polvo en 1 litro de agua destilada y caliente a ebullición o hasta que el medio esté completamente disuelto.
  2. Esterilice el medio en un autoclave validado a 1 kg / cm 2 (15 psi), 121 ° C. El medio debe alcanzar una temperatura de 121 ° C durante al menos 15 minutos. Consulte el Protocolo de esterilización de medios.
  3. Dispense el medio como desee. El medio preparado puede tener un ligero precipitado.

Todas las preparaciones medianas deben almacenarse a 0-5 ° C. Almacene el medio seco a temperatura ambiente (por debajo de 30 ° C). El polvo deshidratado debe ser blanco, homogéneo y fluido. El deterioro del medio en polvo puede reconocerse por: 1) granulación, aglutinación o material particulado en todo el polvo 2) cambio de pH 3) incapacidad para promover el crecimiento cuando se usa correctamente.

Base de caldo Luria, Miller, LB (L1900)
Base de agar Luria, Miller, LB (L2025)

El caldo y el agar Luria son medios utilizados para el cultivo de bacterias que se utilizan en estudios de biología molecular. Los pasos básicos para preparar estos productos se enumeran a continuación:

  1. Suspenda la cantidad apropiada de polvo en 1 litro de agua destilada / desionizada. Disuelva el medio de agar calentando hasta que hierva.
  2. Esterilice el medio en un autoclave validado a 1 kg / cm 2 (15 psi), 121 ° C. El medio debe alcanzar una temperatura de 121 ° C durante al menos 15 minutos. Consulte el Protocolo de esterilización de medios.
  3. Dispense el medio como desee (antes o después del autoclave).

Todas las preparaciones medianas deben almacenarse a 0-5 ° C. Almacene el medio seco a temperatura ambiente (por debajo de 30 ° C). Los gránulos deshidratados deben ser de color tostado claro, homogéneos y fluidos. El deterioro del medio en polvo puede reconocerse por: 1) granulación, aglutinación o material particulado en todo el polvo 2) cambio de pH 3) incapacidad para promover el crecimiento cuando se usa correctamente.

Caldo de extracto de malta (M6409)
Agar extracto de malta (M6907)

El caldo de extracto de malta y el agar se utilizan para el aislamiento y detección de levaduras y mohos. Los carbohidratos presentes en estos medios son adecuados para apoyar el crecimiento de muchos hongos. Los pasos básicos para preparar estos productos se enumeran a continuación:

  1. Suspenda la cantidad apropiada de polvo en 1 litro de agua destilada / desionizada. Disuelva el medio de agar calentando hasta que hierva. Evite el sobrecalentamiento de este producto, ya que podría resultar en un gel de agar más suave y un mayor oscurecimiento del medio.
  2. Esterilice el medio en un autoclave validado a 1 kg / cm 2 (15 psi), 121 ° C. El medio debe alcanzar una temperatura de 121 ° C durante al menos 15 minutos. Consulte el Protocolo de esterilización de medios.
  3. Dispense el medio como desee (antes o después del autoclave).

Todas las preparaciones medianas deben almacenarse a 0-5 ° C. Almacene el medio seco a temperatura ambiente (por debajo de 30 ° C). El polvo deshidratado debe ser blanquecino, homogéneo y fluido. El deterioro del medio en polvo puede reconocerse por: 1) granulación, aglutinación o material particulado en todo el polvo 2) cambio de pH 3) incapacidad para promover el crecimiento cuando se usa correctamente.

Caldo nutritivo (N7519)
Agar nutritivo 1,5% (N4019)

Nutrient Broth and Agar 1.5% son medios microbiológicos de uso general para organismos menos exigentes. Los pasos básicos para preparar estos productos se enumeran a continuación:

  1. Suspenda la cantidad apropiada de polvo en 1 litro de agua destilada / desionizada. Disuelva el medio de agar calentando hasta que hierva.
  2. Esterilice el medio en un autoclave validado a 1 kg / cm 2 (15 psi), 121 ° C. El medio debe alcanzar una temperatura de 121 ° C durante al menos 15 minutos. Consulte el Protocolo de esterilización de medios.
  3. Dispense el medio como desee (antes o después del autoclave).

Todas las preparaciones medianas deben almacenarse a 0-5 ° C. Almacene el medio seco a temperatura ambiente (por debajo de 30 ° C). El polvo deshidratado debe ser de color tostado claro, homogéneo y fluido. El deterioro del medio en polvo puede reconocerse por: 1) granulación, aglutinación o material particulado en todo el polvo 2) cambio de pH 3) incapacidad para promover el crecimiento cuando se usa correctamente.

El agar de avena se recomienda para el cultivo de hongos, particularmente para la formación de macrosporas.Los pasos básicos para la preparación de este producto se enumeran a continuación:

  1. Suspenda 72,5 g de polvo en 1 litro de agua destilada / desionizada y caliente a ebullición hasta que el medio esté completamente disuelto. Agite el medio para obtener una suspensión uniforme.
  2. Esterilice el medio en un autoclave validado a 1 kg / cm 2 (15 psi), 121 ° C. El medio debe alcanzar una temperatura de 121 ° C durante al menos 15 minutos. Consulte el Protocolo de esterilización de medios.
  3. Dispense el medio como desee. Agite el medio durante la dispensación para obtener una mezcla uniforme.

Todas las preparaciones medianas deben almacenarse a 0-5 ° C. Almacene el medio seco a temperatura ambiente (por debajo de 30 ° C). El polvo deshidratado debe ser de color beige, no homogéneo y ligeramente grumoso. El medio preparado será de color blanquecino a opaco con partículas no homogéneas presentes. El deterioro del medio en polvo puede reconocerse por: 1) granulación, aglutinación o material particulado en todo el polvo 2) cambio de pH 3) incapacidad para promover el crecimiento cuando se usa correctamente.

Caldo de papa y dextrosa (P6685)
Agar dextrosa de patata (P2182)

El caldo y el agar de dextrosa de papa son medios estándar para el cultivo de bacterias, hongos, levaduras y mohos. Los pasos básicos para preparar estos productos se enumeran a continuación:

  1. Suspenda la cantidad adecuada de polvo en 1 litro de agua destilada / desionizada. Disuelva el medio de agar calentando hasta que hierva.
  2. Esterilice el medio en un autoclave validado a 1 kg / cm 2 (15 psi), 121 ° C. El medio debe alcanzar una temperatura de 121 ° C durante al menos 15 minutos. Consulte el Protocolo de esterilización de medios.
  3. Dispense el medio como desee (antes o después del autoclave).

Todas las preparaciones medianas deben almacenarse a 0-5 ° C. Almacene el medio seco a temperatura ambiente (por debajo de 30 ° C). El polvo deshidratado debe ser de color beige claro, homogéneo y fluido. El deterioro del medio en polvo puede reconocerse por: 1) granulación, aglutinación o material particulado en todo el polvo 2) cambio de pH 3) incapacidad para promover el crecimiento cuando se usa correctamente.


Introducción

Comprender la distribución espacial y temporal de macromoléculas y orgánulos es un aspecto esencial de la biología celular. Los enfoques de imágenes basados ​​en microscopía permiten a los investigadores analizar la localización dinámica de los componentes celulares, los eventos de remodelación de la membrana, la morfología y función de los orgánulos, las características estructurales de las proteínas y los complejos moleculares y sus redes de interacción.

Las técnicas de obtención de imágenes de microscopía más comúnmente utilizadas emplean fotones (luz) o electrones para recopilar información sobre las diversas formas en que estas formas de radiación interactúan con muestras biológicas. La microscopía óptica permite obtener imágenes en vivo y ofrece oportunidades únicas para comprender la dinámica celular en los sistemas vivos durante el desarrollo, las respuestas fisiológicas, el ciclo celular, etc. El desarrollo de sondas fluorescentes (sondas químicas y basadas en nanopartículas, etiquetas codificadas genéticamente y combinaciones de ambas) [1] en el contexto de la microscopía óptica ha revolucionado el campo de la biología celular. El conjunto de herramientas de la sonda fluorescente para obtener imágenes de moléculas, membranas u orgánulos seleccionados se expande y mejora continuamente. Sin embargo, la microscopía de fluorescencia, como otras modalidades de microscopía óptica convencional, está limitada por su resolución (≥200 nm en Xy y ≥500 en z), impuesto por la difracción de la luz. Las técnicas de obtención de imágenes de microscopía de súper resolución (también llamada nanoscopía) como la microscopía de reconstrucción óptica estocástica (STORM), la microscopía de iluminación estructurada (SIM), la microscopía de localización fotoactivada (PALM) y la microscopía de localización por fotoactivación de fluorescencia (FPALM) han desafiado el límite de difracción de luz al alcanzar resolución lateral práctica en el rango de 20-100 nm [2-6]. Sin embargo, cuando se necesita una resolución espacial más alta, la microscopía electrónica (EM) es la opción de imagen preferida (Fig. 1a).

(a) Comparación de las resoluciones axiales logradas por diferentes enfoques EM 3D. ET, tomografía electrónica FIB SEM, microscopía electrónica de barrido de haz de iones enfocados SPA, análisis de partículas individuales SBF-SEM, microscopía electrónica de barrido de bloques en serie SXT, tomografía de rayos X blandos. (b) Principio general de tomografía electrónica.

(a) Comparación de las resoluciones axiales logradas por diferentes enfoques EM 3D. ET, tomografía electrónica FIB SEM, microscopía electrónica de barrido de haz de iones enfocados SPA, análisis de partículas individuales SBF-SEM, microscopía electrónica de barrido de bloques en serie SXT, tomografía de rayos X blandos. (b) Principio general de tomografía electrónica.

La transmisión convencional EM (TEM) puede resolver macromoléculas celulares en su contexto celular a una resolución de

Sin embargo, de 1 a 2 nm, a menudo está limitado por el hecho de que solo genera proyecciones 2D y requiere la fijación y el procesamiento de la muestra, lo que puede introducir artefactos y cambios no deseados en la estructura celular.

Las reconstrucciones tridimensionales basadas en imágenes EM se pueden obtener utilizando diferentes enfoques, como la sección TEM en serie (ssTEM), en la que las secciones en serie realizadas a lo largo de una muestra biológica se obtienen imágenes secuencialmente o imágenes de superficie en serie en las que la superficie de un bloque que contiene un elemento biológico La muestra se obtiene mediante exploración EM (SEM) a medida que se eliminan capas delgadas de la superficie mediante ultramicrotomía (SEM de bloque en serie o SBF-SEM) o fresado con un haz de iones enfocados (FIB SEM) [7]. La resolución de estos enfoques basados ​​en imágenes en serie se limita al doble del grosor de la sección [8] y, por lo tanto, comúnmente se restringe a

En cambio, los enfoques de tomografía electrónica (ET) se basan en la recopilación de imágenes de una muestra individual en diferentes ángulos y en la combinación de las proyecciones 2D individuales en una reconstrucción 3D o tomografía mediante métodos de Fourier o del espacio real [9, 10]. La ET de muestras incrustadas en plástico y la ET criogénica de material vitrificado han permitido a los biólogos celulares obtener imágenes de complejos macromoleculares y orgánulos en su contexto celular 3D nativo con una resolución axial de 2 a 7 nm, o incluso superior cuando se combinan con enfoques de análisis de imágenes. como el sub-tomograma promediado [11-13].

En esta revisión, discutimos los conocimientos adquiridos a partir de la ET de muestras incrustadas en plástico, así como las técnicas emergentes en la ET criogénica. También discutimos otras metodologías que utilizan imágenes criogénicas para imágenes de mesoescala de células en su estado nativo, así como las limitaciones y oportunidades actuales para expandir y combinar modalidades de imágenes en biología de células vegetales.

Tomografía electrónica

La ET se basa en principios similares a los de varias técnicas tomográficas utilizadas en la obtención de imágenes médicas, como la tomografía axial computarizada (tomografía computarizada). En una tomografía computarizada, las proyecciones de rayos X del paciente se recogen en 180 ° o en una rotación completa de 360 ​​°. Para ET, las muestras se colocan en un soporte que se puede inclinar debajo del haz de electrones y las imágenes se recolectan a intervalos angulares de 1-3 °, generando una pila de proyecciones 2D de un área de muestra seleccionada [14, 15] (Fig. 1b). Sin embargo, debido al grosor de la sección (con una inclinación de 60 °, la longitud de la trayectoria de los electrones a través de la muestra es el doble del grosor de la muestra, mientras que a 70 ° es tres veces el grosor de la muestra) [8] y el hecho de que el El portamuestras en ángulos de alta inclinación entra en la trayectoria del haz, el rango angular en ET generalmente se restringe a 60 ° o 70 °, lo que resulta en una cuña de información faltante entre el ángulo de inclinación máximo recolectado y 90 °. Esto da como resultado tomografías con resolución anisotrópica. Para mejorar la isotropía de resolución, es posible recopilar series de inclinación a lo largo de dos ejes ortogonales para generar tomogramas de doble eje [16]. Por lo general, los TEM de voltaje intermedio (200–300 kV) se utilizan para la recopilación de datos, ya que los voltajes más bajos (por ejemplo, 100 kV) no proporcionan buenas imágenes de secciones semi-gruesas en ángulos de inclinación altos.

Una vez que se recopila una pila de proyecciones 2D, las imágenes alineadas se utilizan para calcular un tomograma de electrones utilizando algoritmos de retroproyección ponderada [17]. La resolución y la calidad del tomograma resultante dependen de muchos factores, incluida la conservación de la muestra, el aumento y la calidad del detector, el intervalo angular, el rango angular y el grosor de la sección [8].

Las reconstrucciones tomográficas pueden verse desde cualquier ángulo y cortarse a intervalos de 50 a 100 veces más delgadas que el grosor de la sección original. Los orgánulos y estructuras de interés se pueden rastrear manual o automáticamente en tomográficas (segmentación) para generar modelos tomográficos en 3D que luego se pueden utilizar para análisis cualitativos y cuantitativos [18].

En biología celular, la ET se aplica a dos tipos principales de muestras, las muestras incrustadas en plástico y las criofijadas (cryo-ET).

ET de muestras incrustadas en plástico

En este caso, las secciones de 150 a 300 nm de espesor están hechas de materiales biológicos fijos e incrustados en resina. Este enfoque se usa comúnmente para estudios biológicos celulares de tejidos, órganos e incluso organismos multicelulares completos. Por lo general, las imágenes se obtienen en TEM de 200 a 300 kV a temperatura ambiente.

Para la mayoría de las aplicaciones en biología celular, la obtención de imágenes de secciones de plástico semi-gruesas de más de 300 nm da como resultado una resolución deficiente. Para muestras más grandes, es posible combinar tomografías seriadas de secciones seriadas para obtener reconstrucciones tomográficas de volúmenes celulares más grandes sin comprometer la resolución. Sin embargo, este enfoque es muy laborioso, ya que requiere la recopilación cuidadosa de secciones en serie, idealmente en la misma cuadrícula. Además, conduce a un espacio de 15-25 nm de material faltante entre las secciones en serie, lo que dificulta la alineación de los tomogramas en serie y la segmentación de estructuras celulares complejas [19]. Un enfoque alternativo es escanear TEM (STEM) -ET. STEM-ET puede generar reconstrucciones 3D de secciones gruesas (0,5-1,5 μm) con una resolución comparable a la de la ET convencional de

La calidad de cualquier reconstrucción tomográfica depende de la conservación de la muestra. La crio-fijación, ya sea a presión atmosférica o a alta presión, seguida de la crio-sustitución logra una preservación de la estructura celular mucho mejor que la fijación química. En la práctica, la congelación sin daño detectable de los cristales de hielo a presión atmosférica solo se puede lograr en muestras de hasta 10 μm de espesor. Para muestras más grandes de hasta 200 μm de espesor, como puntas de raíces disecadas, tejidos de hojas, semillas en desarrollo o incluso cultivos de células vegetales, se debe utilizar la congelación a alta presión [23, 24].

Las muestras congeladas a alta presión se pueden deshidratar y fijar mediante el proceso de sustitución por congelación, en el que las muestras congeladas se colocan en crioviales que contienen disolventes con fijadores a -80 ° C durante 2 a 3 días o durante algunas horas con agitación. [25]. Después de que el agua congelada se sustituye por completo con disolventes, las muestras se incrustan en resina y se seccionan en un ultramicrótomo. La mejora del contraste se puede lograr mediante la tinción de secciones de plástico con reactivos que contienen metales pesados, como citrato de plomo y acetato de uranilo. Después de la tinción de la sección, se aplican partículas de oro coloidal de 10 o 15 nm a cada lado de las secciones para utilizarlas como fiduciales que faciliten la alineación fina de las imágenes de inclinación durante la reconstrucción tomográfica [26].

Este enfoque de ET proporciona información 3D muy valiosa de las estructuras celulares, pero se enfrenta a algunos problemas, como la necesidad de fijar, deshidratar e incrustar en plástico las muestras, lo que puede introducir cambios en la estructura celular. Además, la mayor parte de la información contenida en las imágenes se deriva de las tinciones densas en electrones utilizadas para mejorar el contraste (por ejemplo, osmio, plomo) y no de los propios componentes celulares.

Cryo-ET

Cryo-EM se refiere a la visualización de moléculas, orgánulos o células hidratados congelados. Las muestras se encuentran en hielo vítreo (es decir, congeladas sin cristales de hielo) y en estado nativo (ni fijadas químicamente ni teñidas con metales pesados), lo que proporciona la conservación estructural más fiel posible [27-30]. Hay dos modalidades principales en crio-EM, análisis de una sola partícula (SPA) y crio-ET. Para el SPA, una capa delgada de una solución que contiene partículas aisladas (por ejemplo, proteínas, complejos moleculares, virus) se sumerge criogénicamente en etano líquido o propano líquido. Estas partículas ahora incrustadas en una fina capa de hielo vítreo, idealmente en orientaciones aleatorias, se obtienen en un crio-EM. Luego, miles de partículas en las imágenes recolectadas se clasifican de acuerdo con su orientación y se promedian en clases para calcular reconstrucciones 3D que pueden alcanzar una resolución atómica o casi atómica [27, 31]. A diferencia de SPA, cryo-ET no depende de la obtención de imágenes de miles de estructuras repetitivas pero puede generar reconstrucciones 3D de objetos variables como orgánulos, aunque a una resolución menor que las logradas por SPA. Además, es posible aplicar crio-ET a células completas o cortes de células, lo que permite el análisis de conjuntos moleculares y membranas en su contexto celular [27].

El desarrollo de dispositivos nuevos y mejorados para criofijación y procesamiento de muestras para crio-ET junto con una nueva generación de detectores de electrones directos y algoritmos para el análisis de imágenes han permitido una verdadera revolución en el campo de la biología celular, ampliando nuestro conocimiento sobre la arquitectura y la dinámica de ensamblajes moleculares en su contexto celular nativo [27, 30, 32].

Tal como se describe para la ET a temperatura ambiente, el grosor de la muestra es un factor limitante para la ET criogénica, ya que las secciones vítreas de más de 300-500 nm a menudo dan como resultado reconstrucciones tomográficas de baja resolución [33]. Esto significa que el análisis de la mayoría de las células y tejidos eucariotas requiere procedimientos difíciles para producir láminas o rodajas congeladas más delgadas.

La sensibilidad del material incrustado en hielo utilizado para crio-ET genera importantes desafíos relacionados con (1) la preparación / manipulación de muestras y (2) la obtención de imágenes bajo un haz de electrones.

Preparación de muestras para cryo-ET

Considerando que es posible obtener imágenes directas de crio-ET de células bacterianas [34, 35] y arqueales [36], orgánulos eucariotas aislados [37], bordes celulares y orgánulos que sobresalen del cuerpo celular principal [38], estudios similares de la mayoría de las células eucariotas, incluidas las células vegetales, requieren seccionar o adelgazar la muestra antes de la obtención de imágenes.

La producción de muestras delgadas (idealmente de 300 nm de grosor o menos) de células eucariotas congeladas es un desafío técnico. Tradicionalmente, esto se ha logrado mediante crio-ultramicrotomía o seccionamiento vitrificado [39, 40]. Aquí, las muestras se pueden vitrificar en un congelador de alta presión en soportes especializados en forma de cúpula o tubos de cobre que luego se pueden insertar en un crio-ultramicrótomo para seccionar bajo temperaturas criogénicas. Aunque en los últimos años se ha puesto a disposición una serie de accesorios para facilitar la manipulación de la muestra para el corte vitrificado [39, 41-43] (fig. 2a-d), esta sigue siendo una técnica muy exigente. Además, el seccionamiento vitrificado a menudo causa artefactos de corte como marcas de cuchillo, deformación por compresión y grietas [39, 44, 45].

Seccionamiento vítreo de células de levadura. (a) Se seccionan células de levadura congeladas a alta presión en un crio-ultramicrótomo Leica UC7 con un micromanipulador doble Diatome. 1, Criocámara UC7 2, Dispositivo de descarga electrostática 3, Micromanipulador derecho con soporte de rejilla 4, Micromanipulador izquierdo con cabello dorado 5, Rejilla 6, Muestra 7, criocuchilla. (b) Cinta de crio-secciones vítreas de 50 nm de células de levadura congeladas a alta presión. La cinta se unió a la rejilla mediante un dispositivo de descarga. (c) Crio-secciones de células de levadura obtenidas a -178˚C usando un crio-soporte 626 Gatan de entrada lateral en un microscopio crioelectrónico Tecnai F30. M, mitocondria N, núcleo V, vacuola. (d) Detalles de una mitocondria del panel (c). Barras de escala: 500 nm.

Seccionamiento vítreo de células de levadura. (a) Se seccionan células de levadura congeladas a alta presión en un crio-ultramicrótomo Leica UC7 con un micromanipulador doble Diatome. 1, Criocámara UC7 2, Dispositivo de descarga electrostática 3, Micromanipulador derecho con soporte de rejilla 4, Micromanipulador izquierdo con cabello dorado 5, Rejilla 6, Muestra 7, criocuchilla. (b) Cinta de crio-secciones vítreas de 50 nm de células de levadura congeladas a alta presión. La cinta se unió a la rejilla mediante un dispositivo de descarga. (c) Crio-secciones de células de levadura obtenidas a -178 ° C usando un soporte criogénico 626 Gatan de entrada lateral en un microscopio crioelectrónico Tecnai F30. M, mitocondria N, núcleo V, vacuola. (d) Detalles de una mitocondria del panel (c). Barras de escala: 500 nm.

Para eliminar los artefactos de compresión y minimizar la manipulación de la muestra, la muestra se puede diluir mediante el fresado SEM (cryo-FIB SEM) con haz de iones crioenfocado [46]. Aquí, un haz de iones de galio elimina el material de una muestra vitrificada (por ejemplo, un Chlamydomonas celda) y deja una delgada criolamela de la celda. El proceso de molienda se controla mediante imágenes SEM al vacío. Las muestras permanecen vítreamente congeladas durante la molienda FIB [47]. En un procedimiento de molienda crio-FIB-SEM típico, las células se congelan por inmersión en rejillas EM y se colocan en un soporte criogénico especializado dentro del SEM crio-FIB. Para en el lugar fresado con criolamas (o "adelgazamiento en rejilla"), la lamela resultante permanece adherida a la rejilla EM y se pueden obtener imágenes directamente para crio-ET sin manipulación adicional [46]. Sin embargo, para lograr una vitrificación adecuada mediante congelación por inmersión y evitar daños causados ​​por tiempos de molienda prolongados, las células procesadas por este método tienen que ser más delgadas que 10 µm, [33]. Esto funciona bien para células pequeñas (bacterias y células eucariotas pequeñas) pero no es ideal para células, tejidos y organismos completos más grandes. Para muestras más grandes que requieren congelación a alta presión, se encuentran disponibles otras estrategias de crio-FIB. Por ejemplo, es posible combinar el recorte de muestras congeladas a alta presión mediante crio-ultramicrotomía, seguido de un fresado con crio-FIB para obtener láminas de hasta 300 nm de espesor que se pueden utilizar para crio-ET [47, 48].

Otro enfoque utiliza una estrategia de extracción de laminillas para recolectar potencialmente múltiples laminillas de un organismo o tejido. En este caso, con la ayuda de un micromanipulador dentro del SEM, las laminillas vítreas se transfieren a una rejilla para la obtención de imágenes crio-ET [33]. Esta técnica a menudo es asistida por la visualización de áreas de interés por microscopía de luz de crio-fluorescencia [49] antes del fresado con crio-FIB y se ha aplicado con éxito a Caenorhabditis elegans embriones [33].

Hay solo unos pocos estudios en plantas y algas que utilizan enfoques de crio-ET. El fresado Cryo-FIB SEM se ha aplicado con éxito a Chlamydomonas reinhardtii para que crio-ET visualice la arquitectura del cloroplasto [50], la organización de los poros nucleares [51], las capas de COPI en las vesículas derivadas de Golgi [52], las matrices de proteínas dentro de las cisternas de Golgi [53] y la unión de los complejos de proteasoma 26S a los poros nucleares [54] . Sin embargo, la mayoría de las células y tejidos vegetales no son susceptibles de en el lugar fresado con criolamas (solo como referencia, una raíz de Arabidopsis tiene un grosor de 100 μm). Para la crio-ET de las laminillas molidas con crio-FIB, las muestras de plantas congeladas a alta presión podrían procesarse mediante dos enfoques, ya sea el recorte inicial mediante crio-ultramicrotomía seguido de en el lugar fresado de criolamas o un procedimiento de extracción de laminillas y transferencia de las laminillas resultantes a una rejilla para obtener imágenes.

Recolección de datos y análisis de imágenes en cryo-ET

El daño por radiación, la baja relación señal / ruido y el movimiento de la muestra inducido por el haz son los principales factores que limitan la resolución en crio-EM. Las series de inclinación única se recopilan utilizando el enfoque en modo de dosis baja de electrones y el seguimiento de una región adyacente al área objetivo para reducir el daño por irradiación en el área de interés. La dosis total de electrones de una serie de inclinación de ± 60 ° debe calcularse considerando que cada imagen debe derivarse de solo 1–2 electrones / Å 2, lo que a menudo da como resultado una mala relación señal / ruido. La pérdida de resolución debida al daño por radiación puede reducirse aún más mediante el uso de un esquema de inclinación simétrico de dosis [55]. Aquí, las imágenes de baja inclinación se recopilan al principio de la serie antes de que se acumule el daño por radiación y se maximice la información de alta resolución, mientras que las imágenes de alta inclinación se recopilan más adelante en la serie. La mala relación señal-ruido inherente que resulta de la obtención de imágenes de baja dosis de electrones en crio-ET se ha superado parcialmente mediante (1) el desarrollo de detectores más sensibles, (2) métodos de mejora del contraste y (3) la aplicación de promedios basados ​​en algoritmos de reducción de ruido (por ejemplo, sub-tomograma promediado en crio-ET).

Las imágenes digitales que utilizan cámaras de dispositivo de carga acoplada (CCD) en TEM ofrecen una resolución limitada, ya que las cámaras CCD no recopilan la información transportada por los electrones directamente. Una pantalla de centelleo fosforescente convierte la imagen de electrones en fotones que posteriormente son capturados por la cámara CCD. Este paso de conversión de electrón a fotón plantea una limitación a la resolución de las imágenes capturadas por el sistema CCD. En los últimos años, el desarrollo de dispositivos de detección directa de electrones más sensibles basados ​​en detectores de semiconductores de óxido metálico complementarios (CMOS) ha revolucionado el campo de la crio-EM [56]. Los detectores / cámaras de electrones directos también pueden mejorar la resolución al minimizar la deriva inducida por el haz durante la obtención de imágenes. Cada inclinación se puede grabar en el modo de película y los cortes de movimiento individuales se pueden alinear para eliminar la deriva de la muestra.

Para recolectar imágenes de alta resolución, la muestra debe tener un grosor de 300 nm o menos para asegurar que suficientes electrones dispersos elásticamente que interactúan con la muestra lleguen al detector. Elastically-scattered electrons interact with the sample and alter the phase of the electron wave function without energy exchange these electrons can be used for high-resolution imaging. Energy filters are often employed so that only zero-loss electrons contribute to the image. Cryo-samples thicker that 300 nm can produce inelastically scattered electron events that reduce resolution [ 33].

Since in-focus images have low contrast [ 57], frozen unstained biological samples are imaged off-focus using defocus phase contrast. This results in a phase contrast transfer function that provides selective contrast enhancement only in certain frequency ranges within the specimen [ 58]. In addition, defocus phase contrast entails a compromise between image contrast and resolution as the increased contrast results in lower resolution. To further improve contrast in cryo-EM, it is also possible to use phase plates that introduce a phase shift between the scattered and unscattered waves without the need of defocusing and over a wide range of frequencies [ 59, 60].

Averaging-based algorithms applied to cryo-ET data can improve signal-to-noise ratio and therefore, resolution. If cryo-electron tomograms contain repetitive structural features, they can be extracted, averaged and classified using algorithms similar to those used in SPA. This approach is called sub-tomogram averaging [ 11, 12]. However, different from SPA methods, sub-tomogram averaging needs to consider the anisotropic resolution inherent to ET [ 11].

Visualizing plant cells by electron tomography

In combination with other imaging and molecular techniques, the ability to resolve the 3D architecture of cellular components at the nanoscale resolution by ET and cryo-ET provides powerful insights into fundamental plant cellular processes. ET was first applied in the plant cell biology field in 2001 by the Laboratory of Andrew Staehelin at the University of Colorado in Boulder for the study of plant cytokinesis [ 61]. Since then, ET of plastic sections and a few cryo-ET studies of plant cells and algae have been published reporting on a variety of cellular structures and processes, such as preprophase band assembly [ 62– 64], phragmoplast organization [ 65] and cell plate maturation [ 66, 67] organelle dynamics during the cell cycle [ 68] Golgi and trans Golgi Network (TGN) structure and dynamics [ 53, 69– 75] and COPI coat structure on Golgi-derived vesicles [ 52] organization of the endoplasmic reticulum [ 76], its association with lipid droplets in leaves [ 77], and its contact sites with the plasma membrane [ 78] and other organelles [ 79] formation of vacuoles and endosomes/prevacuolar compartments [ 69] ultrastructural changes of plasmodesmata during development [ 80] nuclear pore structure [ 51] and associations between 26S proteasome particles and nuclear pores [ 54] the vesiculation process in multivesicular endosomes [ 81] membrane dynamics in autophagy [ 82, 83] (Fig. 3) membrane remodeling during viral infections [ 84– 86] formation and organization of thylakoid membranes [ 50, 87– 90] mitochondrial structure under iron deficiency [ 86, 91] cell wall architecture [ 92] flagellar architecture and function in Chlamydomonas [ 93, 94].

Electron tomographic reconstruction of vacuoles and prevacuolar compartment in maize endosperm cells in maize at 14 (a, a′) and 22 (b, b′) days after pollination. (a) and (a′) Tomographic slices and corresponding tomographic models of aleurone cells showing the distribution of storage protein-rich inclusions (asterisks), and intravacuolar autophagic membranes (depicted in green). LB, lipid body M, mitochondrion N, nucleus P, plastid PSV, protein storage vacuole. (b) and (b′) Tomographic reconstruction and tomographic model of an endosperm vacuole. Note the presence of a large electron-dense inclusion (asterisk), intravacuolar membranes (IM) and a globoid (GL). Bars = 500 nm in (a, a′), 100 nm (b, b′). Reprinted from Reyes et al. (2011) Plant Cell 23:769-84 (Copyright 2011 American Society of Plant Biologists).

Electron tomographic reconstruction of vacuoles and prevacuolar compartment in maize endosperm cells in maize at 14 (a, a′) and 22 (b, b′) days after pollination. (a) and (a′) Tomographic slices and corresponding tomographic models of aleurone cells showing the distribution of storage protein-rich inclusions (asterisks), and intravacuolar autophagic membranes (depicted in green). LB, lipid body M, mitochondrion N, nucleus P, plastid PSV, protein storage vacuole. (b) and (b′) Tomographic reconstruction and tomographic model of an endosperm vacuole. Note the presence of a large electron-dense inclusion (asterisk), intravacuolar membranes (IM) and a globoid (GL). Bars = 500 nm in (a, a′), 100 nm (b, b′). Reprinted from Reyes et al. (2011) Plant Cell 23:769-84 (Copyright 2011 American Society of Plant Biologists).

ET has contributed critical insights on the mechanisms underlying dynamic processes in plant and algal cells. Moreover, ET has provided evidence of novel structures whose molecular identities are not entirely known. For example, ET studies of plant cells undergoing cytokinesis revealed the occurrence of a ribosome-depleted zone around by the forming cell plate and phragmoplast mid-zone. This zone also called cell plate assembly matrix is predicted to contain factors that promote membrane fusion and stabilization of microtubule plus ends during cytokinesis [ 66]. Another example is the recent visualization of intracisternal contents in the Chamydomonas Golgi apparatus, including an array of protein linkers that maintain the narrow luminal spacing of the trans cisternae. The molecular identity of these linkers is currently unknown but it has been speculated that they promote cargo exit from the Golgi by pushing cargo to the cisterna periphery [ 53].

Another fascinating example of how a detailed analysis of the 3D architecture of an organelle is critical to understand its basic functions comes from chloroplasts and their thylakoid membranes. A model of thylakoid organization developed in the 60’s and 7’0s postulated that each grana associates with multiple, right-handed helically-arranged stroma thylakoids, with both stacked and unstacked thylakoid membranes. In the context of this model, the fact that thylakoids are a continuous membranous and lumenal system has important implications for our understanding on the light-dependent photosynthetic reactions [ 95, 96]. However, due to the complexity of the thylakoids arrays, it was challenging to fully appreciate their 3D organization. Only recently, ET studies on both plastic-embedded sections and cryofixed plant and Chlamydomonas samples were able to provide 3D structural evidence supporting the helical arrangement of thylakoid membranes [ 50, 87, 90, 95].

Because segmented tomographic models contain quantitative spatial information, it is possible to use them to calculate distances between cellular structures, changes in membrane surface area and volume of complex organelles during maturation or other cellular events captured in electron tomograms. Thus, for example, it has been estimated that in the cellularizing Arabidopsis endosperm, ∼500,000 vesicles fuse together during the assembly of an individual cell plate but 75% of the total membrane is removed from cell plates during maturation [ 61], providing a notion of the magnitude of membrane trafficking fluxes during plant cytokinesis. Tomographic models can also be used as platforms for mathematical simulations. For example, geometries derived from multivesicular endosomes undergoing vesiculation have been used for calculating diffusion of membrane proteins on endosomes [ 81].

Other tomography imaging approaches

As noted, an important constrains in ET is sample thickness, 300 nm for ET and 1.5 μm for STEM-ET. As a consequence, the analysis of a whole eukaryotic cells (5–100-μm thick) and tissues by ET requires laborious and time-consuming serial sectioning and acquisition of multiple tilt-series. An alternative tomographic approach suitable for whole cell imaging is cryo-soft X-ray tomography (cryo-SXT). Here, whole cells with a thickness of up to 15 μm can be imaged in single tomograms using soft X-ray radiation produced by a synchrotron. There is tradeoff in resolution, however, as cryo-SXT is restricted to a resolution of 25 nm. Image contrast is achieved by using the differential absorption of soft X-ray of biological molecules at the ‘water window’ (the spectral region defined by the X-ray absorption of carbon and oxygen) [ 97]. At this energy range, X-rays within this region are absorbed an order of magnitude more strongly by biological materials than by water this difference can be translated into image contrast [ 97]. Soft X-ray tomography offers some unique advantages: the samples are in a frozen-hydrated state so there is no need for fixation and embedding, and it can be imaged directly without staining with heavy metals. In addition, as samples can be freely rotated under the soft X-ray beam, the derived tomographic reconstructions do not suffer from the missing wedge of information as seen in ET. X-ray tomography has been applied to the analysis of intact Chlamydomonas cells [ 98].

Perspectivas futuras

The field of ET has undergone amazing changes in the last decade, with new approaches for direct visualization of frozen-hydrated biological samples, the development of direct electron detectors, and methods for fully automated collection of tilt series. On the sample preparation side, there are three areas that offer new exciting possibilities for the plant cell biology field: (a) new and improved approaches to generate thin lamellas from high-pressure frozen tissues (b) correlative light and cryo-electron microscopy methods to map the location of fluorescent signals into cryo-EM images and (c) the development of genetically-encoded EM-tags.

As mentioned above, the application of cryo-ET to plant cells and tissues will require either cryo-ultramicrotomy followed by en el lugar cryo-lamella or cryo-lamella lift-out approaches. Although these two approaches remain technically challenging at present and restricted to a few laboratories with the required expertise, the development of new accessories and micromanipulators are making these methods more broadly accessible.

The imaging of vitreous cryo-lamellas [ 33] and cryo-sections [ 99] by cryo-fluorescent microscopy makes possible the integration of light and electron microscopy data. This approach called correlative light and cryo-electron microscopy (cryo-CLEM) entails the visualization of fluorescent signals (e.g. fluorescently-tagged proteins) in vitrified cells using a light microscope. The vitrified specimen is kept in a specialized cryo-stage at cryogenic temperatures during fluorescence imaging. The location of the fluorescence signal is registered to identify regions of interest that can be later mapped in cryo-sections or cryo-lamellas for cryo-ET imaging [ 100, 101].

One of the most challenging tasks in ET is the identification of molecules and protein complexes within the tomographic reconstructions. One approach for protein identification is the development of genetically-encoded, electron-dense protein tags that can be visualized by TEM. Although a robust and general tag for EM detection has not been developed yet, some peptides based on metallothionein, a small protein of

60 amino acids that can bind

20 gold atoms, seem to hold some promise [ 102, 103]. In addition, other tags that can be visualized by both light and electron microscopy (CLEM tags) are constantly being developed. Many of them use diaminobenzidine (DAB) to induce electron-dense precipitates through polymerization either using peroxidase activity [ 104– 106] or photo-oxidation [ 107, 108]. However, DAB needs to be introduced into the biological samples in the presence of detergents and often results into a diffuse precipitates. A newly developed CLEM tag called FerriTag [ 109] is based on the ability of ferritin particles to sequester iron atoms and can be induced to oligomerize with the protein of interest using the FK506-binding protein (FKBP)–rapamycin–FRB (FKBP-rapamycin binding) heterodimerization system [ 110]. FerriTag consists of an untagged ferritin light chain and FRB–mCherry–ferritin heavy chain and needs to be co-expressed with the protein of interest fused to FKBP-GFP. In the presence of rapamycin, the FKBP and FRB domains heterodimerize and the target protein becomes FerriTagged. So far, this tag has only been tested in mammalian cells resulting in tightly defined electron densities ideal for nanoscale mapping of protein distribution. However, although FerriTag offers some advantages compared with DAB-based CLEM tags, it is also limited in its application since it may not be compatible with iron-sensitive systems and it is only effective when the FKBP and the FRP domains are in the same subcellular compartment.


Steph's Nature and Science A Resource for Middle School Science

1. A cell is the basic unit of structure and function in living things.

2. he cell performs all of the life functions

3. A living thing can be as small as a single cell as in bacteria.

4. A living thing can also have millions of cells, each with a different job as in a human.

La teoría celular

1.All living things are made up of one or more cells.

2.Cells are the smallest living thing, the basic unit of structure and function in living things.

3.Cells are made from other cells.

Animal Cell

Click or Tap on the name of the animal cell part to find out its function, or job.

Image Credit: Mariana Ruiz Villarreal LadyofHats Public Domain,https://commons.wikimedia.org/w/index.php?curid=8152599

Célula vegetal

Click or Tap on the name of the plant cell part to find out its function, or job.

Image Credit : By Science Primer (National Center for Biotechnology Information). Vectorized by Mortadelo2005. - SVG version of Image:Celltypes.png., Public Domain, https://commons.wikimedia.org/w/index.php?curid=2145991

Compare and Contrast the Plant and Animal Cell

1. Plant cells are rectangle shaped, Animal cells are more of a circle shape shape.

2. Plant cells are arranged in a grid, kind of like bricks . Animal cells are all smooched together.


Abstracto

Plant cells encase themselves within a complex polysaccharide wall, which constitutes the raw material that is used to manufacture textiles, paper, lumber, films, thickeners and other products. The plant cell wall is also the primary source of cellulose, the most abundant and useful biopolymer on the Earth. The cell wall not only strengthens the plant body, but also has key roles in plant growth, cell differentiation, intercellular communication, water movement and defence. Recent discoveries have uncovered how plant cells synthesize wall polysaccharides, assemble them into a strong fibrous network and regulate wall expansion during cell growth.


Hormonal Influences

Many aspects of differentiation are controlled by hormonas . The hormone auxin, for example, plays an important role in the differentiation of vessel elements, both in intact and wounded plants. This role was first demonstrated in experiments where small incisions were made in stem internodes that cut though the phloem and xylem of a single vascular bundle. Auxin produced by the apical meristem and young leaves above the wound induces parenchyma cells to regenerate the damaged vascular tissue. Parenchyma cells undergo transdifferentiation.

Although they already had differentiated as parenchyma cells from ground meristem precursors, they now repeat the steps that procambial cells take when they differentiate as vessel elements. Cells are induced to do this in a chainlike pattern, so that a new continuous strand of vascular tissue is formed as a detour around the original incision. Scientists know that auxin is involved, since transdifferentiation is blocked when the sources of natural auxin (young leaves and buds) are removed or when auxin transport inhibitors are applied. If natural sources of auxin are removed, and artificial sources added, transdifferentiation of parenchyma cells will occur, regenerating the vascular bundle.


Biología 171

Al final de esta sección, podrá hacer lo siguiente:

  • Describe the cytoskeleton
  • Compare the roles of microfilaments, intermediate filaments, and microtubules
  • Compare and contrast cilia and flagella
  • Summarize the differences among the components of prokaryotic cells, animal cells, and plant cells

If you were to remove all the organelles from a cell, would the plasma membrane and the cytoplasm be the only components left? No. Within the cytoplasm, there would still be ions and organic molecules, plus a network of protein fibers that help maintain the cell’s shape, secure some organelles in specific positions, allow cytoplasm and vesicles to move within the cell, and enable cells within multicellular organisms to move. Collectively, scientists call this network of protein fibers the cytoskeleton . There are three types of fibers within the cytoskeleton: microfilaments, intermediate filaments, and microtubules ((Figure)). Here, we will examine each.


Microfilamentos

De los tres tipos de fibras proteicas del citoesqueleto, los microfilamentos son los más estrechos. They function in cellular movement, have a diameter of about 7 nm, and are comprised of two globular protein intertwined strands, which we call actin ((Figure)). For this reason, we also call microfilaments actin filaments.


ATP powers actin to assemble its filamentous form, which serves as a track for the movement of a motor protein we call myosin. This enables actin to engage in cellular events requiring motion, such as cell division in eukaryotic cells and cytoplasmic streaming, which is the cell cytoplasm’s circular movement in plant cells. La actina y la miosina abundan en las células musculares. Cuando los filamentos de actina y miosina se deslizan uno al lado del otro, los músculos se contraen.

Los microfilamentos también proporcionan cierta rigidez y forma a la celda. Pueden despolimerizarse (desmontarse) y reformarse rápidamente, lo que permite que una célula cambie de forma y se mueva. Los glóbulos blancos (las células de su cuerpo que luchan contra las infecciones) hacen un buen uso de esta capacidad. They can move to an infection site and phagocytize the pathogen.

To see an example of a white blood cell in action, watch white blood cell chases bacteria a short time-lapse of the cell capturing two bacteria. Envuelve a uno y luego pasa al otro.

Intermediate Filaments

Several strands of fibrous proteins that are wound together comprise intermediate filaments ((Figure)). Cytoskeleton elements get their name from the fact that their diameter, 8 to 10 nm, is between those of microfilaments and microtubules.


Intermediate filaments have no role in cell movement. Su función es puramente estructural. They bear tension, thus maintaining the cell’s shape, and anchor the nucleus and other organelles in place. (Figure) shows how intermediate filaments create a supportive scaffolding inside the cell.

Los filamentos intermedios son el grupo más diverso de elementos citoesqueléticos. Several fibrous protein types are in the intermediate filaments. You are probably most familiar with keratin, the fibrous protein that strengthens your hair, nails, and the skin’s epidermis.

Microtúbulos

As their name implies, microtubules are small hollow tubes. Polymerized dimers of α-tubulin and β-tubulin, two globular proteins, comprise the microtubule’s walls ((Figure)). With a diameter of about 25 nm, microtubules are cytoskeletons’ widest components. They help the cell resist compression, provide a track along which vesicles move through the cell, and pull replicated chromosomes to opposite ends of a dividing cell. Like microfilaments, microtubules can disassemble and reform quickly.


Microtubules are also the structural elements of flagella, cilia, and centrioles (the latter are the centrosome’s two perpendicular bodies). In animal cells, the centrosome is the microtubule-organizing center. In eukaryotic cells, flagella and cilia are quite different structurally from their counterparts in prokaryotes, as we discuss below.

Flagella and Cilia

The flagella (singular = flagellum) are long, hair-like structures that extend from the plasma membrane and enable an entire cell to move (for example, sperm, Euglena, and some prokaryotes). When present, the cell has just one flagellum or a few flagella. However, when cilia (singular = cilium) are present, many of them extend along the plasma membrane’s entire surface. They are short, hair-like structures that move entire cells (such as paramecia) or substances along the cell’s outer surface (for example, the cilia of cells lining the Fallopian tubes that move the ovum toward the uterus, or cilia lining the cells of the respiratory tract that trap particulate matter and move it toward your nostrils.)

Despite their differences in length and number, flagella and cilia share a common structural arrangement of microtubules called a “9 + 2 array.” This is an appropriate name because a single flagellum or cilium is made of a ring of nine microtubule doublets, surrounding a single microtubule doublet in the center ((Figure)).


You have now completed a broad survey of prokaryotic and eukaryotic cell components. For a summary of cellular components in prokaryotic and eukaryotic cells, see (Figure).

Components of Prokaryotic and Eukaryotic Cells
Componente de celda Función ¿Presente en procariotas? ¿Presente en células animales? ¿Presente en las células vegetales?
Membrana de plasma Separates cell from external environment controls passage of organic molecules, ions, water, oxygen, and wastes into and out of cell
Citoplasma Provides turgor pressure to plant cells as fluid inside the central vacuole site of many metabolic reactions medium in which organelles are found
Nucleolo Darkened area within the nucleus where ribosomal subunits are synthesized. No
Núcleo Orgánulo celular que alberga el ADN y dirige la síntesis de ribosomas y proteínas. No
Ribosomas Síntesis de proteínas
Mitocondrias Producción de ATP / respiración celular No
Peroxisomas Oxidize and thus break down fatty acids and amino acids, and detoxify poisons No
Vesículas y vacuolas Storage and transport digestive function in plant cells No
Centrosoma Unspecified role in cell division in animal cells microtubule source in animal cells No No
Lisosomas Digestion of macromolecules recycling of worn-out organelles No Algunos
Pared celular Protection, structural support, and maintenance of cell shape Yes, primarily peptidoglycan No Sí, principalmente celulosa
Cloroplastos Fotosíntesis No No
Retículo endoplásmico Modifica proteínas y sintetiza lípidos No
Aparato de Golgi Modifica, clasifica, etiqueta, empaqueta y distribuye lípidos y proteínas No
Citoesqueleto Maintains cell’s shape, secures organelles in specific positions, allows cytoplasm and vesicles to move within cell, and enables unicellular organisms to move independently
Flagelos Locomoción celular Algunos Algunos No, except for some plant sperm cells
Cilios Cellular locomotion, movement of particles along plasma membrane’s extracellular surface, and filtration Algunos Algunos No

Resumen de la sección

The cytoskeleton has three different protein element types. From narrowest to widest, they are the microfilaments (actin filaments), intermediate filaments, and microtubules. Biologists often associate microfilaments with myosin. They provide rigidity and shape to the cell and facilitate cellular movements. Los filamentos intermedios soportan tensión y anclan el núcleo y otros orgánulos en su lugar. Los microtúbulos ayudan a la célula a resistir la compresión, sirven como pistas para las proteínas motoras que mueven las vesículas a través de la célula y empujan los cromosomas replicados hacia los extremos opuestos de una célula en división. They are also the structural element of centrioles, flagella, and cilia.

Respuesta libre

What are the similarities and differences between the structures of centrioles and flagella?

Centrioles and flagella are alike in that they are made up of microtubules. In centrioles, two rings of nine microtubule “triplets” are arranged at right angles to one another. This arrangement does not occur in flagella.

How do cilia and flagella differ?

Cilia and flagella are alike in that they are made up of microtubules. Cilia are short, hair-like structures that exist in large numbers and usually cover the entire surface of the plasma membrane. Flagella, in contrast, are long, hair-like structures when flagella are present, a cell has just one or two.

Describe how microfilaments and microtubules are involved in the phagocytosis and destruction of a pathogen by a macrophage.

A macrophage engulfs a pathogen by rearranging its actin microfilaments to bend the plasma membrane around the pathogen. Once the pathogen is sealed in an endosome inside the macrophage, the vesicle is walked along microtubules until it combines with a lysosome to digest the pathogen.

Compare and contrast the boundaries that plant, animal, and bacteria cells use to separate themselves from their surrounding environment.

All three cell types have a plasma membrane that borders the cytoplasm on its interior side. In animal cells, the exterior side of the plasma membrane is in contact with the extracellular environment. However, in plant and bacteria cells, a cell wall surrounds the outside of the plasma membrane. In plants, the cell wall is made of cellulose, while in bacteria the cell wall is made of peptidoglycan. Gram-negative bacteria also have an additional capsule made of lipopolysaccharides that surrounds their cell wall.

Glosario


Engineering Perspectives in Biotechnology

2.24.4.1 Relevance of Hydromechanical Stress in Shake Flasks

Hydromechanical stress can become a decisive parameter for growth and product formation of sensitive organisms as animal or plant cell cultures . It has been reported that the morphology of filamentous organisms grown in shake flasks differs from the morphology of organisms grown in stirred-tank reactors because of the obvious differences in hydromechanical stress in both fermentation systems. 14,21,25 Pellets are used to be significantly larger in shake flasks than in stirred-tank reactors at typical operating conditions. The reason for the fundamental difference in the level of hydromechanical stress was not known until recently. It was speculated in the past that the specific power input in shake flasks is lower than in stirred tanks. However, this has been shown to be wrong (see Section 2.24.2 ). Problems often occur during scale-up of a shear-sensitive bioprocess from shake flasks to stirred reactors. 20 Consequently, a successful scale-up requires the characterization of the hydromechanical stress in shaken bioreactors. The maximum local energy dissipation rate εmax can be used to quantify the intensity of hydromechanical stress in fermentation systems. 20


Comparing Plant and Animal Cells

Identify the differences between plant and animal cells and how these differences relate to their cellular functions.

Idea for Classroom Use

Cells are the smallest functional units of life in all organisms. Ask students, do all cells look the same? Which structures might be the same in both a plant and an animal cell? Which might be different?

Have students read and discuss the Célula vegetal y Animal Cell infographics. In pairs, have students create a Venn diagram (or use the one provided) comparing and contrasting the two types of cells. When finished, have student discuss their findings as a class, summarizing the similarities and differences noted.

Ask students, how do cell structures relate to their function? One example of this is that plant cells have chloroplasts that allow them to perform photosynthesis for energy, but animal cells do not have chloroplasts since they get their energy elsewhere.

organisms that have a well-defined shape and limited growth, can move voluntarily, acquire food and digest it internally, and can respond rapidly to stimuli.

smallest working part of a living organism.

part of the cell in plants and other autotrophs that carries out the process of photosynthesis.

cosa viviente o viviente.

process by which plants turn water, sunlight, and carbon dioxide into water, oxygen, and simple sugars.

organism that produces its own food through photosynthesis and whose cells have walls.

Créditos de medios

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Director

Tyson Brown, National Geographic Society

Autor

National Geographic Society

Production Managers

Gina Borgia, National Geographic Society
Jeanna Sullivan, National Geographic Society

Program Specialists

Sarah Appleton, National Geographic Society
Margot Willis, National Geographic Society

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Cell Functions

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Unicellular vs. Multicellular

Cells function differently in unicellular and multicellular organisms. A unicellular organism depends upon just one cell for all of its functions while a multicellular organism has cells specialized to perform different functions that collectively support the organism.


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